miércoles, 27 de julio de 2016

VIGILANCIA DE RABIA ANIMAL. CHILE, 2010-2014. ISP Santiago Chile 2015

BOLETÍN INSTITUTO DE SALUD PÚBLICA DE CHILE VOL 5 | Nº 5 | MAYO 2015 1.-

ANTECEDENTES

La rabia, identificada en 1880 por Louis Pasteur, es una de las enfermedades más antiguamente reconocida, considerada como una de las zoonosis más importantes en el mundo (1). Es producida por un virus ARN, orden Mononegavirales, familia Rhabdoviridae y género Lyssavirus que infecta a numerosos animales, especialmente mamíferos (2). La rabia afecta al sistema nervioso central de animales de sangre caliente, incluidos los humanos. El período de incubación de la enfermedad es generalmente prolongado, sin embargo puede variar dependiendo del genotipo viral y del punto de entrada, entre otros factores. Se transmite mediante la saliva de los animales infectados, principalmente por mordedura. También se ha documentado la infección por inhalación del virus, por ejemplo, en el entorno de una cueva de murciélagos densamente poblada (1). El virus permanece, en la puerta de entrada durante un periodo de tiempo, luego avanza a través del sistema nervioso hasta el cerebro. En este lugar, el virus se multiplica rápidamente y se manifiestan los signos clínicos, una vez que estos se presentan la enfermedad es siempre fatal en los animales. De acuerdo a los signos, es posible clasificar la enfermedad en rabia furiosa y rabia muda. La primera de ellas, se caracteriza por animales ansiosos, altamente excitables y/o agresivos con periodos intermitentes de depresión, pueden mostrar súbitos cambios del comportamiento y atacar sin provocación. A medida que progresa la enfermedad, son comunes la debilidad muscular, la pérdida de coordinación, convulsiones y parálisis progresiva que conduce a la muerte. La rabia muda o paralítica, se caracteriza por animales que se presentan deprimidos o inusualmente dóciles. Frecuentemente presentan parálisis, en general de la cara, garganta y cuello, lo que se manifiesta por expresiones faciales anormales, salivación excesiva e incapacidad para tragar. La parálisis puede afectar al cuerpo, en primer lugar a las patas traseras y después se extiende rápidamente a todo el cuerpo con coma y muerte subsecuente. Las sospechas de la enfermedad pueden basarse en los signos clínicos, no obstante, se requieren pruebas de laboratorio para confirmar el diagnóstico. La rabia es una enfermedad de distribución mundial, que se mantiene principalmente a través de dos ciclos epidemiológicos: rabia urbana, en la que los perros son responsables del mantenimiento y transmisión de la enfermedad a los seres humanos, y la rabia silvestre, en la cual la enfermedad se mantiene y se transmite por los mamíferos silvestres (1). Actualmente en Estados Unidos, más del 90% de los casos notificados, corresponden a animales silvestres (carnívoros salvajes y murciélagos); antes de 1960, la mayoría de los casos ocurrían en animales domésticos (3). En Chile, la rabia urbana fue endémica entre los años 1950 y 1960, registrándose numerosos casos en humanos y animales. Esto llevó a la instauración en 1960 de un Programa de Control y Prevención de la Rabia en el país, con el objetivo de controlar esta enfermedad en el reservorio más importante, los perros. Dada la efectividad de estas y otras medidas adoptadas, el último caso de rabia  humana transmitida por perros en el país data de 1972. En 1996 se reportó un caso en un niño de siete años de edad, confirmándose murciélago insectívoro como su fuente de infección (Tadarida brasiliensis) (4), en el año 2013 se confirmó un caso Encefalitis Rábica en un paciente, sexo masculino de 24 años de edad, cuya fuente de infección no pudo ser confirmada ya que no fue posible aislar el virus que probablemente fue neutralizado con los altos títulos de anticuerpos antirrábicos del paciente y por lo tanto no se identificó la variante viral. La importancia de los animales silvestres en la transmisión de la rabia fue reconocida en Chile en 1985, cuando se detectó por primera vez rabia en murciélagos insectívoros de la especie Tadarida brasiliensis (5). Hasta ese momento, todas las acciones del Programa de Control y Prevención de Rabia estaban focalizadas sobre las especies domésticas, principalmente perros. El reconocimiento de los murciélagos como reservorios de la enfermedad en Chile, hizo que se ampliaran las acciones de vigilancia epidemiológica hacia esas especies. A partir de entonces, el patrón epidemiológico de la rabia en nuestro país, se ha caracterizado por una endemia en quirópteros (5). En Mayo de 2015, se recibió en la Sección Rabia del ISP, la muestra de un perro de 3 meses de edad con un cuadro clínico de encefalitis, proveniente de la Región de Biobío. El análisis de la muestra a través de la técnica de Inmunofluorescencia Directa, fue positivo para virus rábico, al realizar la tipificación viral, tanto antigénica como genética, se identificó la variante viral asociada a murciélago Tadarida brasiliensis, lo que permitió concluir, en este caso, que la fuente de infección fue proveniente de un murciélago insectívoro de la especie antes mencionada. El Instituto de Salud Pública de Chile (ISP), es el Laboratorio de Referencia Nacional de Diagnóstico de Virus Rábico en el país, donde se realiza el estudio de las muestras de especies susceptibles de presentar la enfermedad, en el marco del Programa de Vigilancia de Rabia en animales y donde se realiza la confirmación de Rabia Humana en casos clínicos sospechosos. Desde el año 2005 la Sección Rabia ISP tiene la autorización de la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE) a través de la Agencia Nacional de Seguridad Sanitaria de la Alimentación, Medio Ambiente y el Trabajo de Francia (ANSES) para realizar la cuantificación de Anticuerpos Antirrábicos de mascotas que ingresan a países de la Unión Europea

MATERIALES Y MÉTODOS La Sección Rabia del Subdepartamento de Enfermedades Virales del ISP realiza el diagnóstico de rabia animal, mediante la Técnica de Inmunofluorescencia Directa y realiza la identificación antigénica por inmunofluorescencia indirecta con anticuerpos monoclonales y el secuenciamiento genético de la nucleoproteína. Se estudiaron todas las muestras de origen animal recibidas para el diagnóstico de virus rábico entre enero del año 2010 y diciembre de 2014 por el Instituto de Salud Pública de Chile. Los datos se capturaron y procesaron en el paquete Excel 2010 y el software estadístico Stata 13. Los resultados se representaron en tablas y gráficos. 3.-

RESULTADOS VIGILANCIA DE LABORATORIO En el periodo comprendido entre el 2010 y 2014, la Sección Rabia recibió 9.253 muestras de origen animal para la vigilancia de presencia de virus rabia. Se observó una tendencia al descenso del número de muestras recibidas entre los años 2010 y 2012, seguido de un aumento en el año 2013 y 2014 (Figura 1). Instituto de Salud Pública de Chile.  Del total de muestras recibidas el 65,8% (6.092/9.253) correspondió a sospecha y el 34,2% (3.161/9.253) a vigilancia. Se observó un aumento de la representación porcentual de las muestras recibidas correspondientes a sospecha, pasando de 52,5% en el año 2010 al 77,6% en el año 2014 (Figura 2). De las muestras recibidas, 195 no fueron aptas para procesamiento (2,1%), de las muestras procesadas el 5,2% (467/9.058) resultaron positivas para virus rabia y el 94,8% (8.591/9.058) fueron negativas. Durante el año 2012 y 2013 se confirmaron 94 muestras por año, mientras que en el año 2014 se confirmaron 136 muestras. El porcentaje de positividad de las muestras recibidas varió de 3,1% en al año 2010 a 6,2% en el año 2014 (Figura 3). Instituto de Salud Pública de Chile. La figura 4 presenta los resultados de la vigilancia por mes y año, observándose un mayor número de muestras recibidas y confirmadas en los meses de primavera y verano. El 32,4% (2.995/9.253) de las muestras recibidas procedían de la Región Metropolitana, el 11,6% (1.069/9.253) de Biobío y el 11,5% (1.068/9.253) de Valparaíso (Tabla 1). R (+) R (+) R (+) R (+) R (+) Arica 62 0 72 0 85 0 66 0 74 0 Tarapacá 131 0 81 0 36 0 125 0 39 0 Antofagasta 1 0 0 0 0 0 7 0 44 0 Atacama 54 0 85 0 92 0 45 0 11 0 Coquimbo 18 7 32 1 14 1 20 1 21 1 Valparaíso 148 8 122 10 171 15 293 23 334 31 Metropolitana 948 32 524 27 446 38 348 36 729 34 O´Higgins 149 2 125 5 85 2 127 6 174 15 Maule 113 7 196 20 188 27 161 15 246 27 Biobío 232 5 183 8 180 3 191 5 283 15 Araucanía 102 0 153 6 126 3 136 4 147 7 Los Ríos 81 0 74 3 61 3 124 2 81 2 Los Lagos 12 1 43 0 17 2 24 2 36 1 Aysén 8 0 15 0 9 0 8 0 17 1 Magallanes 0 0 16 1 4 0 17 0 31 2 Total 2059 62 1721 81 1514 94 1692 94 2267 136 R: Muestras recibidas. (+): Muestras confirmadas. Fuente: Sección Rabia. Instituto de Salud Pública de Chile. 2014 Tabla 1. Muestras de Rabia Animal, según resultado y región de procedencia. Chile 2010 - 2014. Región 2010 2011 2012 2013 Instituto de Salud Pública de Chile. El 71,1% (6.580/9.253) de las muestras recibidas correspondió a murciélagos, el 25,6% (2.366/9.253) a perros, el 2,5% (234/9.253) a gatos y el 0,7% (65/9.253) a otras especies. Se registraron resultados positivos a virus rabia sólo en murciélagos hasta el año 2014 (Figura 5). Se realizó la tipificación viral (antigénica y/o genética) del 97,6% (456/467) de las muestras positivas para virus rábico, el 90,4% (412/456) correspondieron a murciélagos Tadarida brasiliensis, 7,0% (32/456) correspondió a Lasiurus sp., 1,8% (8/456) correspondió a Histiotus sp. y el 0,9% (4/456) a Myotis chiloensis (Figura 6). Instituto de Salud Pública de Chile.

 CONCLUSIONES: El 65,8% de las muestras recibidas en el periodo enero 2010 a diciembre 2014 correspondió a sospecha y el 34,2% a vigilancia. El 5,2% del total de muestras procesadas fueron positivas para virus rábico. El 32,4% de las muestras recibidas procedían de la Región Metropolitana, el 11,6% de Biobío y el 11,5% de Valparaíso. Todos los resultados positivos a virus rábico correspondieron a muestras de murciélagos insectívoros. En el país existe la circulación de 4 variantes virales las cuales están asociadas a los principales reservorios de rabia Tadarida brasiliensis, Histiotus sp., Lasiurus sp. y Myotis chiloensis.

BIBLIOGRAFÍA 1. Organización Mundial de Sanidad Animal. Rabia. Fichas de información general sobre enfermedades animales. [Internet]. [Citado Mayo 20 de 2015]. Disponible en: http://www. oie.int/doc/ged/D13990.PDF 2. Ceballos NA, Karunaratna D, Setién AA. Control of canine rabies in developing countries: key features and animal welfare implications. Rev Sci Tech Int Epiz. 2014;33(1):311–21. 3. Center for Disease Control. La rabia en los EE. UU. y en el mundo [Internet]. [Citado Mayo 22 de 2015]. Disponible en: http://www.cdc.gov/ rabies/es/localizacion/index.html 4. Favic M, Yung P. V, Pavletic B. C, Ramirez V. E, De Mattos C, Mattos D, et al. Rol de los murciélagos insectívoros en la transmisión de la rabia en Chile. Arch Med Vet. 1999 Ene;31(2):157–65. 5. Favi C M, Rodriguez A L, Espinosa M C, Yung P V. Rabia en Chile: 1989-2005. Rev Chil Infectol. 2008 Abr;25(2):s8–s13. 6. Instituto de Salud Pública de Chile. Sección Rabia [Internet]. [Citado May 22 de 2015]. Disponible en: http://www.ispch.cl/seccionrabia

viernes, 22 de julio de 2016

SOSPECHA DE LENGUA AZUL EN CHILE: UNA VISIÓN PERSONAL Dr. René Ortega Vásquez Julio, 2016

Sospecha de Lengua Azul en Chile: una visión personal
Dr. René Ortega Vásquez
Laboratorio de Virología Veterinaria
Universidad de Concepción

Desde hace unas semanas ha existido alarma debido a la aparición de ovinos con serología positiva al virus de la Lengua Azul en la Séptima Región de nuestro país, una duda que surge inmediatamente es ¿Cuál es la importancia de este hallazgo?.

El virus de la lengua azul pertenece al Genéro Orbivirus de la Familia Reoviridae (Thiry et al., 2006). Corresponde a un virus que tiene como genoma un dsRNA de 10 segmentos, con cápside icosahédrica y no tiene envoltura lipídica, o sea es desnudo (Verwoerd et al., 1972). Debido a las características de su genoma, aparte de mutar constantemente puede recombinar o reordenar sus genes (Barros et al., 2007; Cêtre-Sossah et al., 2010), como hacen todos los virus segmentados como por ej. ortomixovirus, bunyavirus o arenavirus. Además, estos agentes son arbovirus (arthropde-borne virus) o sea son transmitidos por artrópodos (de la Familia Culicidae o vernacularmente Culicoides) como vectores biológicos (Mellor y Wittmann, 2002; Mertens et al., 2004), que replican al agente, siendo una fuente adicional de variación genética para estas especies virales, debido a que los vectores biológicos son el lugar ideal para realizar el reordenamiento genético (Mertens et al., 2004). Este virus infecta tanto rumiantes silvestres como domésticos, siendo los ovinos, los más susceptibles desde el punto de vista de la signología clínica (McLachlan 1994, 2004).
Estas características biológicas del orbivirus han generado que en la actualidad existan 25 serotipos reportados de virus Lengua Azul (Hofmann et al., 2008). Estas variantes serológicas se distribuyen, en general en zonas tropicales y subtropicales del planeta. Aunque, esta distribución ha variado debido a que el serotipo 8 se ha diseminado por zonas más frías, como por ejemplo Holanda (Thiry et al., 2006).

A lo largo de Sudamérica los serotipos detectados son 1, 3, 4, 6, 8, 12, 14, 17, que no son exactamente los mismos que los detectados en Norte y Centroamérica, siendo los países que más reportan en la región y los únicos que han aislado el virus, Argentina y Brasil. Sin embargo, más que aislamientos e identificación molecular del virus, lo que se declara son detecciones serológicas positivas (Legisa et al., 2013). Según los datos de la OIE (WAHIS), anualmente estos países reportan que el virus existe en diversas zonas de su territorio, lo que denota la dificultad que significa el Control del virus. Esta condición sudamericana tiene influencia para Chile principalmente por su situación con los países limítrofes, Argentina por el sur, Perú y Bolivia por el norte, donde no hay que descuidar el rol que podrían cumplir los camélidos sudamericanos en el riesgo de introducción de la enfermedad a Chile. En el caso de Argentina el serotipo clásicamente detectado es el 4, aunque debido a la distribución de seroconversión descrita para este País en sustantivamente más amplia.

En Chile, el virus y la enfermedad nunca se ha reportado. Sin embargo, el riesgo de introducción siempre está latente. En múltiples oportunidades se ha sospechado del ingreso de la enfermedad, principalmente por encontrar animales seropositivos (Tamayo et al., 1983, 1985). Esto podría coincidir con infecciones con virus apatógenos o subclínicos. Al parecer, la alarma originada la última semana de Abril correspondería a la misma situación, pero hay antecedentes para observar este evento con cautela, principalmente por la cantidad de animales seropositivos. La serología, según la información entregada por el SAG es reaccionante con el serotipo 17 * (que ha sido descrito en Sudamérica, pero Argentina no tendría reportes o detecciones, aunque esto no descartaría la introducción por esta vía). El SAG sigue realizando un monitoreo serológico en 4 fases para determinar el alcance que ha tenido la serología positiva y la cantidad de animales seropositivos, en un plan de vigilancia que contempla la realización de diagnóstico a más de 130.000 animales, labor que se intensificará en las próximas semanas *.

Lo importante de esto es que la OIE nos sigue reconociendo como libres de infección para el virus de la lengua azul. El punto es que pasará con la temporada de veranadas 2016-2017, el trabajo que se avecina es arduo y espero que el SAG disponga de todas las facilidades y los recursos para realizar una vigilancia exhaustiva de nuestra frontera.
* http://www.udec.cl/panoramaweb2016/?q=node/13645

Bibliografía

Barros, S.C., Ramos, F., Luís, T.M., Vaz, A., Duarte, M., Henriques, M., Cruz, B., Fevereiro, M. 2007. Molecular epidemiology of bluetongue virus in Portugal during 2004–2006 outbreak. Veterinary Microbiology 124: 25–34.
Cêtre-Sossah, C., Madani, H., Sailleau, C., Nomikou, K., Sadaoui, H., Zientara, S., Maan, S., Maan, N., Mertens, P., Albina, E. 2010. Molecular epidemiology of bluetongue virus serotype 1 isolated in 2006 from Algeria. Research in Veterinary Science 91(3): 486-497.
Hofmann M.A., Renzullo S., Mader M., Chaignat V., Worwa G. & Thuer B. (2008). – Genetic characterization of Toggenburg orbivirus, a new bluetongue virus, from goats, Switzerland. Emerg. Infect. Dis., 14 (12), 1855-1861.
Legisa, D., Gonzalez, F., De Stefano, G., Pereda, A. & Dus Santos, M. J. Phylogenetic analysis of bluetongue virus serotype 4 field isolates from Argentina. The Journal of general virology 94, 652-662, doi:10.1099/vir.0.046896-0 (2013).

McLachlan N.J. (1994). – The pathogenesis and immunology of bluetongue virus infection of ruminants. Comp. immun. microbiol. infect. Dis., 17, 197-206. 
MacLachlan N.J. (2004). – Bluetongue: pathogenesis and duration of viraemia. Vet. Ital., 40, 462-467.
Mellor P.S. & Wittmann E. (2002). – Bluetongue virus in the Mediterranean basin 1998-2001. Vet. J., 164, 20-37.
Mertens P.P.C, Diprose J., Maan S., Singh K.P., Attoui H. & Samuel A.R. (2004). – Bluetongue virus replication, molecular and structural biology. Vet. Ital., 40, 426-437.
Tamayo, R., O. Alonso, R. Schoebitz. 1983. Anticuerpos de lengua azul (Bluetongue) en bovinos. Primer informe en Chile. Arch. Med. Vet. 15(1): 49.
Tamayo, R., R. Scoebitz, O. Alonso, J. Wenzel. 1985. First report of bluetongue antibody in Chile. Progress in Clinical and Biological Research 178: 555 - 558.
Thiry E., Saegerman C., Guyot H., Kirten P., Losson B., Rollin F., Bodmer M., Czaplicki G., Toussaint J.F., De Clercq K., Dochy J.M., Dufey J. & Gilleman J.L. (2006). – Bluetongue in northern Europe. Vet. Rec., 159, 327.
Verwoerd, D. W., Els, H. J., De Villiers, E. M. & Huismans, H. (1972). Structure of the bluetongue virus capsid. J Virol 10, 783–794.

jueves, 21 de julio de 2016

BREVE RESEÑA SOBRE LOS MORBILLIVIRUS DE LOS CETÁCEOS. Andrés Rojas 2004



BREVE RESEÑA SOBRE LOS MORBILLIVIRUS DE LOS CETÁCEOS

Boletín GEAS 2004, volumen VI, Núm 1 - 4 18 Morbillivirus en Cetáceos Año 2004 Volumen VI Número 3 Andrés Rojasα

En 1988 un gran número de marsopas se encontraron muertas en las costas de Irlanda del Norte, con lesiones similares a las de distemper canino. Exámenes posteriores revelarían que el causante de esta alta mortalidad sería un virus del género Morbilivirus, al cual se denominó morbilivirus de las marsopas (PMV) (Kennedy et al., 1991; Fowler, 1999; Dierauf y Gulland, 2001; Fowler y Miller, 2003). Entre junio de 1987 y mayo de 1988, un gran número de delfines nariz de botella fueron hallados muertos en la Costa Atlántica de los Estados Unidos, desde New Jersey hasta Florida (Lipscomb et al., 1994); en este caso el agente aislado fue también un morbilivirus, el cual también sería culpable de la muerte en 1990 de un gran número de delfines listados en las Costas del Mediterráneo; en ambos casos el agente viral fue el mismo y se le nombro morbilivirus de los delfines (DMV) (Taubenberger et al., 1996; Fowler, 1999; Dierauf y Gulland 2001). Posteriormente en 1993 este virus causaría una epidemia en delfines nariz de botella frente a las costas del Golfo de México (Taubenberger et al., 1996). Hasta ese momento, el virus había sido aislado solamente en delfines y especies afines agrupadas dentro de la subfamilia de los Odontocetos (Taubenberger et al., 1996); pero en el año 2000 un morbilivirus fue aislado por primera vez en una ballena piloto; el morbilivirus de las ballenas piloto (PWMV) (Taubenberger, 2000). Al principio se pesaba que este virus era un tipo de Distemper (Kennedy et al., 1991), posteriormente se pensó que eran especies víricas distintas, pero luego se descubrió que son tres especies víricas que difieren del Distemper (Barrett et al., 1993) y que a su vez, difieren unas de otras en tan sólo unos pocos epítopos (O'Mara et al., 1999), por lo que actualmente se les considera variaciones de una misma especie de morvibilivirus: el morbilivirus de los cetáceos (Figura 1) (Barrett et al., 1993; Taubenberger et al., 1996; Dierauf y Gulland 2001). Figura 1. Filogenia de los morbilivirus. Tomado y adaptado de O’Mara Et al. (1999). α Estudiante de la Escuela de Medicina Veterinaria de la Universidad Nacional, Heredia, Costa Rica. Correo electrónico: jarch@costarricense.cr

 ETIOLOGÍA El Morbilivirus de los cetáceos es un miembro de la familia Paramyxoviridae. Los viriones contienen una secuencia linear simple de ARN en sentido negativo de 15, 702 kilobases. Los viriones poseen un diámetro de 150 nm y son pleomórficos (Virus Taxonomy Online, 2004).

 EPIDEMIOLOGÍA Las especies afectadas incluyen a los delfines mulares (Limpscomb et al., 1994; Kraft et al., 1995; Lipscomb et al., 1996; Reidarson et al., 1998; Taubenberger, 2000), delfines listados (Dherman et al., 2004; Barrett et al., 1993), ballenas con aleta (Dierauf y Gulland, 2001), marsopas de harbor, ballenas piloto (Taubenberger, 2000) ballenas calderón, delfines comunes, delfines oscuros y delfines costeros (Tabla 1) (Limpscomb et al., 1994; Fowler y Millar, 2003). Tabla 1. Especies de cetáceos afectados por morbilivirus y rango geográfico del morbilivirus hasta ahora reportado. Modificado de Dierauf y Gulland (2001). Especie Afectada Zona Geográfica de animales afectados Tipo de morbilivirus Delfín mular (Turciops truncatus) Costa Atlántica de los Estados Unidos y Golfo de México PMV (morbilivirus de las marsopas) DMV (morbilivirus de los delfines) Delfín común (Delphinus delphis) Pacifico Este DMV (morbilivirus de los delfines) Delfín listado (Stenella coeruleoalba) Mar Mediterráneo y costas del Pacífico Japonés DMV (morbilivirus de los delfines) Delfín oscuro (Lagenorhynchus obscurus) Pacifico Este DMV (morbilivirus de los delfines) Delfín costero (Delphinus delphis ponticus) Pacifico Este DMV (morbilivirus de los delfines) Ballena piloto (Globicephala melas) Atlántico oeste, Bahía de Delaware PWMV (morbilibirus de las ballenas piloto) Ballena calderón (Globicephala macrorhynchus) Atlántico oeste PWMV (morbilibirus de las ballenas piloto) Ballena de aleta (Balaenoptera physalus) Atlántico oeste, costas de Bélgica PWMV (morbilibirus de las ballenas piloto) Marsopas de harbor (Phocoena phocoena) Atlántico oeste, costas de Irlanda del Norte PMV (morbilivirus de las marsopas) La transmisión es horizontal, diseminándose por contacto directo o por aerosoles respiratorios. No hay predisposición por sexo pero si se ha observado que aparentemente los delfines mulares del mediterráneo son más susceptibles a la enfermedad, en los cuales se cree que anualmente causa grandes mortalidades. Las infecciones pueden ser mixtas, ya que en los delfines mulares afectados en 1993 cerca de las costas de México se encontraron anticuerpos contra el DMV y el PMV (Taubenberger et al., 1996). Hasta ahora, este virus no parece ser zoonótico (Dierauf y Gulland, 2001).

PATOGÉNESIS Una vez que el virus ingresa, la replicación viral comienza en el bazo, nódulos linfáticos y tonsilas, causando viremia, pirexia y leucopenia inicialmente. Posteriormente el virus continua replicándose asociado a tejidos linfoides, pero al mismo tiempo éste comienza a diseminarse, asociado a leucocitos de la piel, membranas mucosas del sistema respiratorio, gastrointestinal, urogenital y sistema nervioso; causando un segundo periodo febril. Los sistemas mas afectados son el sistema respiratorio y el sistema nervioso (Fowler, 1999). En el sistema respiratorio se produce una neumonía bronquial y alveolitis con congestión, edema y exudación serofibrinosa, proliferación de neumocitos tipo II y sincitios, pudiéndose observar en cortes histológicos (Lipscomb et al., 1994; Dierauf y Gulland, 2001).  En el cerebro se produce necrosis neuronal, gliosis, infiltración perivascular de células inflamatorias, desmielinisación con astrocitosis y sincitios, lesiones características de una encefalitis, la cual tiende a ser una encefalitis no purulenta (Dierauf y Gulland, 2001). También hay depleción del tejido linfoide en los nódulos linfáticos (Lipscomb et al., 1994; Dierauf y Gulland, 2001).

SIGNOS CLÍNICOS Los signos clínicos incluyen pobre condición corporal, distrés respiratorio, cianosis de membranas mucosas, signos nerviosos de encefalitis, descarga nasal y ocular; en hembras preñadas puede producirse aborto. Es común encontrar una alta carga parasitaria tanto de ectoparásitos como de endoparásitos, así como también presencias de enfermedades mitóticas o bacterianas secundarias debido a la depleción del sistema inmune (Tabla 2) (Dierauf y Gulland, 2001; Fowler y Miller, 2003). Tabla 2. Etiología, signos clínicos, diagnóstico y tratamiento de los morbilivirus de los cetáceos. Tomado y modificado de Fowler y Miller (2003). Tipo de morbilivirus Signos clínicos más Importantes Diagnóstico Tratamiento DMV Pobre condición corporal, distrés respiratorio, signos nerviosos, alta carga parasitaria tanto de ectoparásitos como de endoparásitos. Neutralización viral, cultivo viral, inmunohistoquímica, PCR, microscopia electrónica No hay tratamiento o vacunas disponibles, terapia de soporte, cuarentena. PMV Pobre condición corporal, distrés respiratorio, signos nerviosos, alta carga parasitaria tanto de ectoparásitos como de endoparásitos. Neutralización viral, cultivo viral, inmunohistoquímica, PCR, microscopia electrónica No hay tratamiento o vacunas disponibles, terapia de soporte, cuarentena. PWMV Pobre condición corporal, distrés respiratorio, signos nerviosos, alta carga parasitaria tanto de ectoparásitos como de endoparásitos. Neutralización viral, cultivo viral, inmunohistoquímica, PCR, microscopia electrónica No hay tratamiento o vacunas disponibles, terapia de soporte, cuarentena. DIAGNÓSTICO El diagnóstico se basa principalmente en la observación histológica de lesiones características y la demostración del virus en los tejidos (principalmente pulmón y cerebro) por medio de inmunohistoquimica, así como técnicas de PCR (Kennedy et al., 1991; Barrett et al., 1993; Lipscomb et al., 1996; Schulman et al., 1997). El aislamiento viral se ha realizado a partir de los riñones del animal, posterior a la necropsia (Dierauf y Gulland, 2001; Fowler y Miller, 2003). La neutralización viral se puede realizar en forma pareada y lo que se busca es un aumento considerable del titulo de anticuerpos IgM contra el virus (Tabla 2) (Fowler, 2003). La microscopia electrónica también ha sido utilizada (Fowler y Miller, 2003).

TRATAMIENTO No hay tratamiento o vacunas disponibles, lo que se utiliza es la terapia de soporte. La mortalidad tiende a ser alta en poblaciones susceptibles. Se recomienda la cuarentena par evitar su diseminación (Dierauf y Gulland, 2001; Fowler y Miller, 2003).

IMPACTO SOBRE LAS POBLACIONES SALVAJES DE CETÁCEOS A lo largo de la década de los años 90 y hasta la actualidad, el morbilivirus de los cetáceos ha emergido como el patógeno de mayor importancia en cetáceos salvajes, causando grandes epidemias en los océanos Atlántico, Pacífico y Mediterráneo (Fowler y Miller, 2003).
En la actualidad, 14 de las 18 especies de Odontocetos en el Atlántico Oeste, desde el Ártico canadiense hasta el Golfo de México, presentan anticuerpos contra este virus; no se conoce nada acerca de la presencia y prevalencia del morbilivirus en las costas americanas más allá de esta área geográfica. Algunas de las especies de cetáceos son migratorias, principalmente miembros de la subfamilia de los Misticetos, las cuales migran anualmente hacia el Sur del continente americano, escapando del invierno, en busca de comida y un lugar para dar a luz y tener sus crías, antes de su regreso hacia el Norte (Dierauf y Gulland, 2001). Estas especies pueden actuar como vectores y reservorios biológicos del morbilivirus, y teniendo en cuenta la alta mortalidad en las poblaciones susceptibles (posiblemente libres del virus), supone un posible riesgo para las especies de cetáceos de la parte Centro y Sur del continente americano (Fowler y Cubas, 2001).

BIBLIOGRAFÍA

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miércoles, 20 de julio de 2016

HERPES VIRUS TIPO 4 EN LA REPRODUCCIÓN BOVINA J.M. Díaz et al 2016

Herpesvirus bovino tipo 4 en la reproducción bovina

El virus puede estar involucrado en metritis y abortos

El objetivo de este artículo es revisar y discutir la información disponible en la actualidad respecto a la relación del BoHV-4 con las diferentes patologías reproductivas bovinas.

José Manuel Díaz Cao [1], Alberto Prieto [1], Pablo Díaz [1], Javier Moral [2], Antonio Iglesias [3], Luis Ángel Quintela [4], Patrocinio Morrondo [1] y Gonzalo Fernández [1].
1. Investigación en Sanidad Animal de Galicia (Invesaga). Departamento de Patología Animal. Facultad de Veterinaria de Lugo (USC).
2. Sociedad Veterinaria del Eo SLP, Vegadeo, Asturias.
3. Departamento de Anatomía y Producción Animal. Facultad de Veterinaria de Lugo (USC).
4. Departamento de Patología Animal. Unidad de Reproducción y Obstetricia. Facultad de Veterinaria de Lugo (USC).

El herpesvirus bovino 4 (BoHV-4) ha adquirido una progresiva consideración en la patología reproductiva bovina en los últimos años y sin embargo es relativamente desconocido en la práctica clínica veterinaria. Su asociación con la enfermedad clínica ha sido siempre un tema controvertido, al aislarse tanto en animales sanos como en otros con diversidad de signos clínicos. El BoHV-4 comparte algunas características con otros herpesvirus bovinos (como el responsable de la IBR): es capaz de establecer infecciones latentes que pueden reactivarse ante un estímulo inmunosupresor (Dubuisson et al., 1989); pero en general, presenta importantes diferencias, sobre todo a nivel biológico, genético y antigénico. De forma general, se considera que la principal célula de latencia son los macrófagos (Donofrio y van Santen, 2001). Esto supone un arma de doble filo a la hora de entender la asociación del patógeno con la enfermedad. Por un lado, justifica su presentación en diferentes patologías: la llamada a las células inflamatorias tras una infección localizada puede llevar a que el virus sea transportado hasta la zona lesionada, dónde puede replicarse activamente y contribuir al agravamiento del proceso. Pero, por otra parte, no permite descartar fácilmente que la detección del virus sea debida a que sea transportado a una zona inflamada desempeñando un efecto testimonial. En este contexto, cuando han intentado reproducirse diferentes signos clínicos experimentalmente, la obtención de un cuadro clínico similar al detectado en los animales ha tenido un éxito variable e inconsistente. Por lo que en el pasado ha sido considerado un virus pasajero (Thiry et al., 2000). Sin embargo, una serie de artículos recientes han llamado la atención respecto a su potencial asociación con enfermedades reproductivas, principalmente metritis. Además, estudios in vitro han demostrado su tropismo por las células endometriales (Donofrio et al., 2007).
Como se trata de un virus con una alta variabilidad genómica y se ha hallado en diferentes patologías, se ha postulado la existencia de diferentes cepas que pudiesen verse o no involucradas en diferentes enfermedades. En la actualidad los aislamientos se clasifican en tres linajes (Bublot et al., 1990), pero no existen evidencias de asociaciones concretas. Más aún, se ha hipotetizado la posibilidad de que se produzcan mutaciones genéticas que provoquen patogenicidad en cepas apatogénicas (Frazier et al., 2002).

Metritis

Las metritis posparto bovinas son una de las principales manifestaciones clínicas en las que se ha sospechado de la implicación del BoHV-4. A nivel de campo se relaciona con el establecimiento de brotes de metritis graves que no responden bien a los tratamientos antibióticos. La primera vez que se aisló el BoHV-4 en casos de este tipo data de 1973 (Parks y Kendrick, 1973) y desde entonces han sido numerosas las ocasiones en las que el virus ha sido detectado en las descargas vaginales de animales con metritis. A pesar de ello, solo existe la reproducción experimental con signos clínicos similares y reaislamiento vírico, con la inoculación de la cepa LVR-140 en vacas gestantes (Wellemans et al., 1986). El resultado fue la aparición de metritis tras la gestación, pero sin demostrar una asociación primaria.
No obstante, en los últimos años, varios trabajos han comunicado la asociación entre la aparición de metritis y la presencia del patógeno (Frazier et al., 2002; Monge et al., 2006; Welchman et al., 2012). Graham et al. (2005) detectaron también la presencia del virus en animales con clínica, pero sin diferencias serológicas entre animales afectados y sanos, cuestionando la implicación del virus como agente patógeno primario. En este sentido, es un hecho frecuente el aislamiento de otros patógenos bacterianos, reconocidos responsables de enfermedad uterina (Trueperella pyogenes, Streptococcus spp., Escherichia coli), en concomitancia con la detección del virus en descargas vaginales (Banks et al., 2008; Graham et al., 2005; Monge et al., 2006; Welchman et al., 2012). Esto ha llevado a proponer un rol secundario del virus como agente favorecedor de la acción patógena de estas bacterias. Donofrio et al. (2005) mostraron que la replicación del BoHV-4 se ve estimulada por la prostaglandina E2. Esta sustancia puede producirse en el endometrio como consecuencia de una inflamación debida al desarrollo bacteriano, de forma que puede activar la replicación vírica provocando la lisis de las células endometriales y creando un ambiente favorable para el desarrollo bacteriano (figura 1).
1. La colonización bacteriana es fisiológica tras el parto. El desarrollo bacteriano progresivo va ligado al aumento de la concentración de lipopolisacáridos de membrana (LPS). 2. La presencia de LPS estimula la producción de citocinas. 3. Las citocinas atraen a los macrófagos (infectados con el virus) y a los polimorfonucleares (PMN) al útero por diapédesis. 4. Los macrófagos activados por LPS estimulan la replicación del BoHV-4 y la liberación de varios tipos de citocinas. 5. El BoHV-4 puede infectar las células endometriales causando daño tisular. A su vez estimula la síntesis de determinadas citocinas, como la IL-8, un potente factor quimiotáctico y activador de los PMN. La desgranulación de los PMN en su lucha por detener la infección contribuye al daño tisular. La persistencia de los PMN en ausencia de bacterias es conocida como una característica común de las endometritis subclínicas. 6. El daño tisular favorece el desarrollo bacteriano estableciéndose un feedback positivo. 7. Como resultado de los mecanismos de inflamación y del desarrollo bacteriano se estimula la producción de PGE2 que a su vez estimula la replicación vírica. 8. El BoHV-4 estimula la actividad de la ciclooxigenasa-2 (COX-2), estimulando la secreción de PGE2 por las células endometriales. De nuevo se instaura un feedback positivo. 9. Los LPS bacterianos pueden reducir la secreción de GnRH y LH reduciendo la capacidad para ovular. Sin embargo, no parecen afectar a FSH. La presencia de LPS se ve favorecida indirectamente por la replicación viral.
En consecuencia, estos hallazgos sugieren que el virus actúa como un factor predisponente, a través de una cooperación bacteriana, para el desarrollo bacteriano (Sheldon et al., 2009). La colonización bacteriana es un hecho frecuente en el posparto. En la mayor parte de los casos, la presencia bacteriana se aclara conforme avanza el posparto sin establecerse una infección. De esta forma, la presencia de un agente favorecedor en este momento fisiológico de la vaca es un importante factor de riesgo, más aún cuando es capaz de producir infecciones latentes y factores como el parto se han mostrado sospechosos de revertir dicha latencia (Graham et al., 2005; Wellemans et al., 1986)
De esta forma, en la actualidad existen sospechas fundadas del rol del BoHV-4 como al menos un cofactor para las metritis posparto. En nuestra experiencia, se han detectado casos que concuerdan con la implicación del BoHV-4 en metritis agudas (Díaz-Cao et al., 2015).
La presencia del virus en la cabaña ganadera podría ser común, por lo que vale la pena considerarlo en casos de metritis graves. Aunque probablemente sea necesario una confluencia de varios elementos (exposición al virus, colonización bacteriana y, tal vez, algún desorden metabólico o nutricional) para establecer el proceso (Frazier et al., 2002).

Abortos

El papel del BoHV-4 como causa de abortos se ha sospechado básicamente a través de datos epidemiológicos. Czaplicki y Thiry (1998) mostraron que los animales seropositivos al virus presentaron un mayor riesgo a la aparición de abortos. Kendrick et al. (1976) consiguieron producir el aborto en algunos fetos inoculando un aislamiento procedente de metritis. Sin embargo, ningún mecanismo causal ha sido establecido hasta la fecha. En una encuesta de 10 años de abortos bovinos fue detectado en el 5 ‰ de los casos (Kirkbride, 1992). Egyed et al. (2011) mostraron que el virus puede transmitirse intrauterinamente, aunque no con gran eficacia y de forma aparentemente asintomática. Estos hechos indicarían un rol poco importante como patógeno primario fetal. No obstante, coinfecciones con otros patógenos han sido demostradas (Reed et al., 1979). Se ha sospechado siempre de una acción inmunosupresora del virus y podría actuar favoreciendo a otros patógenos abortivos.
El virus también puede estar involucrado en el aborto por otra vía: como resultado del establecimiento de una placentitis (Deim et al., 2006). Una replicación viral en la placenta puede ser suficiente para alterar la funcionalidad de este tejido y terminar la gestación, y puede tener un efecto facilitador de la acción patógena de otros agentes.
Por otra parte, en España, ha sido detectada la presencia del virus en casos de abortos asociados posteriormente con metritis (Díaz-Cao et al, 2014). El aumento de los títulos de anticuerpos durante el periparto es un hecho comúnmente observado (Wellemans et al, 1986; Graham et al, 2005), lo que plantea la cuestión de si un episodio abortivo puede suponer un desencadenante para la reactivación de la infección. De esta manera, animales infectados podrían tener un mayor riesgo de sufrir metritis tras el aborto, lo que empeoraría más aún las consecuencias económicas de un episodio abortivo. De esta forma, es interesante incluirlo en el diagnóstico diferencial de estas patologías (tablas 1 y 2).


Endometritis e infertilidad

La seropositividad al BoHV-4 ha sido asociada con un mayor riesgo a la infertilidad (Gür y Doğan, 2010) y a un alargamiento del intervalo parto-concepción (Kale et al, 2011). El mecanismo por el que pueden aparecer estas manifestaciones es a través del establecimiento de una endometritis. De forma similar a la descrita en el apartado de metritis, la endometritis puede favorecerse por una colaboración entre el virus y bacterias colonizadoras del posparto (figura 1). Así, la proliferación del BoHV-4 en el endometrio puede provocar daños tisulares que favorezcan el crecimiento bacteriano. En esta situación la secreción de GnRH y LH se ve afectada reduciéndose la capacidad de ovular del folículo dominante. El mecanismo por el que se afecta la fertilidad es similar al descrito para otros casos de endometritis (para revisión: Sheldon et al., 2009) y el rol vírico es esencialmente cooperador. Debe tenerse en cuenta que en los casos de endometritis, si llega a producirse una ovulación el ciclo ovárico se reinicia, pero la concentración plasmática de progesterona es posiblemente más baja que en una vaca fértil, por lo que la probabilidad de mantenimiento de gestación también se ve afectada, pudiendo producirse casos de mortalidad embrionaria.
En Hungría el virus fue aislado en el 87,1 % de una muestra de vacas infértiles sacrificadas en el matadero (Fábián et al., 2008). Sin embargo, los autores no encontraron asociaciones primarias claras y la detección del virus se acompañó de aislamiento de diferentes tipos bacterianos con los que podría estar interrelacionado.

Bibliografía

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lunes, 18 de julio de 2016

RABIA. ACTUALIZACIÓN 2016. Patricio Berríos Etchegaray

RABIA. Actualización 2016

Patricio Berríos Etchegaray
Médico Veterinario  Ph.D

La rabia o hidrofobia es la enfermedad infecciosa viral más antigua que ha sido descrita, el mérito es de Aristóteles quien se refirió a la rabia furiosa canina como un mal que se transmitía a los animales sanos por mordeduras de animales enfermos (400 a.C.). La rabia afecta a todos los animales de sangre caliente, con una mortalidad de 100%.

La rabia o hidrofobia se conoce como rabia paresiante o mal de caderas bovino en Argentina; derriengue en México, peste das cadeiras en Brasil; rabia paralítica en Venezuela; le rage en Francia; wut en Alemania, y en algunos países  “lyssa”. En sánscrito “rabhus” significa agredir.

La rabia es una antigua enfermedad infecciosa zoonótica descrita por Aristóteles (384 – 322 a C). Anteriormente algo se sabía de la rabia. En el 2.300 a. C. en que los perros cazadores eran muy importantes para las culturas mesopotámicas, se estableció en el Código de Eshunna qué hacer ante un perro con rabia, y en el caso de que un perro mordiera a una persona y ésta moría, se multaba fuertemente al dueño del animal rabioso. En la época del rey babilónico Adad-apla-iddina (1.068 a 1.047 a. C.) se aceptaba que la diosa-perra Nin-isina protegía a las personas con rabia.

El perro y el gato son los principales transmisores de la rabia al hombre (rabia urbana). Los animales silvestres más importantes en el ciclo epidemiológico de la rabia silvestre son: zorros, lobos, mapaches y murciélagos hematófagos. En el caso de los murciélagos se piensa que las infecciones rábicas persistentes o subclínicas son más comunes de lo pensado, y que pueden conducir a brotes de rabia condicionados por un estrés adicional como transporte, nuevas habitaciones o altas temperaturas ambientales (Ronsholt et al, 1998). La transmisión se realiza por mordeduras (saliva); ocasionalmente por aerosoles o más raramente por ingestión de material contaminado. Y también por actos quirúrgicos como trasplantes de córnea.

La rabia se ha distribuido prácticamente en todo el mundo. No existe en Australia, Nueva Zelanda, Inglaterra y otras islas. La rabia paralítica bovina, transmitida por vampiros, solamente se presenta en América, en países como México, Argentina, Brasil y Uruguay.

Ciclos de rabia canina fueron detectados en Argentina y Paraguay. Los ciclos estacionales ocurrieron a fines del invierno y primavera. Estos ciclos ocurren cada 4 años. En Chile se ha informado de la desaparición de los ciclos epidémicos con posterioridad a la fase inicial de control (Ernst y Fábrega, 1989; Scortti, 1995; Scortti et al, 1997).

Una excelente revisión epidemiológica sobre la rabia en Chile que cubre un periodo que va desde 1929 hasta 1988 fue publicada por Favi y Durán (1991).

Agente etiológico

El virus de la rabia es un virus ARN helicoidal con forma de bala. El ARN es de una hebra y está asociado a una nucleocápside proteica, cubierta por una envoltura de fosfolípidos y glicoproteínas. La glicoproteína G de la envoltura es el antígeno responsable de la producción de anticuerpos seroneutralizantes y de la unión del virus a las células; esta glicoproteína está asociada a la infectividad y virulencia.

Se denomina como virus calle al virus rábico aislado desde animales con rabia, se caracterizan por presentar una gran variabilidad en el período de incubación. Virus fijo corresponden a  virus rábico adaptado a un animal de laboratorio (conejo), tienen un período de incubación constante, replicación rápida, inducen la producción de altos títulos de anticuerpos específicos, y que ha perdido su patogenicidad, aunque son patógenos sólo al ser inoculados por vía intracerebral.

El virus causante de la rabia se clasifica en el género Lyssavirus familia Rhabdoviridae., orden Mononegavirales. Los serotipos actualmente se conocen como genotipos.

Genotipos del virus rábico:

1.  Virus de la rabia (Rabia clásica). Cepa prototipo CVS24
2.  Murciélago de Lagos (LBV)
3.  Mokola (MOKV)
4.  Duvenhange de murciélago
5.  Lyssavirus tipo 1 de murciélagos europeos (EBLV-1)
6.  Lyssavirus tipo 2 de murciélagos europeos (EBLV-2)
7.  Lyssavirus de murciélagos australianos (ABLV)
8.  Aravan
9.  Khujand Central
10. Irkut
11. Virus de murciélago occidental caucásico (WCBV)
12. Virus del murciélago Shimoni. África del Este
13. Lyssavirus del murciélago Bokeloh. Europa
14. Virus Ikoma. África

En América todos los aislados de virus rábico corresponden al genotipo 1.

 Variantes antigénicas del virus rábico:

1.   Biotipo 1 (V1)  Asociado a perros y mangostas
2.   Biotipo 2 (V2)  Asociado a perros
3.   Biotipo 3 (V3)  Asociado a murciélagos hematófagos  (Desmodus rotundus)
4.   Biotipo 4 (V4)  Asociado a murciélago no hematófagos (Tadarida brasiliensis)
5.   Biotipo 5 (V5)  Asociado a murciélagos insectívoros y fructívoros (T. brasiliensis 
      mexicana)
6.   Biotipo 6 (V6)  Asociado a murciélagos insectívoros y fructívoros
7.   Biotipo 7 (V7)  Asociado a murciélago insectívoro (Laciurus cinereus)
8.   Biotipo 8 (V8)  Asociado a zorrillos
9.   Biotipo 9 (V9) Asociado a murciélago (T. brasiliensis)
10. Biotipo 10 (V10) Asociado a  zorrillos
11. Biotipo 11 (V11) Asociado a murciélagos hematófagos

Las variantes antigénicas del virus rábico se pueden considerar como ecotipos; estas  variantes   se han determinado con anticuerpos monoclonales fluorescentes dirigidos a las proteínas de la nucleocápside. En América del Sur se han aislado las variantes 1, 2, 3, 4, 6, 7 y 8.


Patogénesis: El virus rábico entra por una solución de continuidad producida y alcanza al SNC por los axones de los nervios periféricos (vía centrípeta) y luego se disemina al resto del organismo (vía centrífuga). El virus se multiplica en las terminaciones nerviosas cercanas a la herida, en el ganglio nervioso regional y en el SNC. Se elimina principalmente por la saliva.

Penetración del virus. Después de la inoculación intramuscular el virus replica localmente en tejido no nervioso y penetra en uniones neuromusculares después de un período variable. El virus se disemina por flujo intra axonal en nervios periféricos a una velocidad de 100 mm al día tanto en fibras motoras como sensoriales.

El período de incubación es muy variable. En el perro puede durar entre 10 y 16 días, a veces entre 6 y 12 meses. En el hombre 15 días, ocasionalmente 5 meses. En la fase prodrómica, que dura entre 2 y 4 días, aparecen los primeros síntomas: anorexia, cefalea, respiración polipneica; cambios de conducta, los animales se esconden, presentan ansiedad y recelo, hay dificultad en la deglución. En la fase drómica en que hay destrucción de tejido nervioso, el animal se presenta muy agresivo, muy excitable, con fotofobia, pérdida del sentido de orientación, parálisis laringofaríngea y espasmos. El animal tiene sed pero no bebe.

En la rabia furiosa en que se afectan las neuronas sensitivas, los signos son: salivación acentuada, intranquilidad, anorexia, gran agresividad, el animal muerde cualquier cosa, no reconoce a sus amos, camina en forma tambaleante, emite ruidos extraños por la parálisis de las cuerdas vocales, hay parálisis y mueren entre 3 y 4 días después que la sintomatología se ha iniciado. En la rabia muda en que se afectan las neuronas motoras, se aprecia un corto período de excitación, seguido por incoordinación motora, parálisis, caída de la mandíbula, deshidratación y muerte.

Diagnóstico

En Chile, existe un solo laboratorio para el diagnóstico de  rabia, perteneciente a la Sección Rabia del Instituto de Salud Pública, lo que ha permitido visualizar en forma global el comportamiento epidemiológico de esta enfermedad a través de los años y como han influido los programas de control de la rabia en el descenso de los casos.
La rabia se reconoce fundamentalmente por las alteraciones neurológicas que presenta un animal enfermo. En términos generales se debe considerar la posibilidad de rabia en cualquier animal que presente súbitamente un profundo cambio de conducta, o que presente las características de parálisis de NMB, o ambos síntomas. La muestra de elección es el cerebro (Cuerpos de Amón). En caso de sospecha se debe enviar sólo el cerebro al ISP de Chile. El diagnóstico de rabia se realiza a través de la técnica de inmunofluorescencia directa que tiene una alta sensibilidad y especificidad,    y los resultados se entregan en máximo 48 horas, por lo tanto permite el control de foco en caso de animales positivos a rabia en forma oportuna  y tomar las medidas necesarias en caso de personas mordidas. Además permite realizar el aislamiento de virus rábico para identificar las variantes virales que están circulando en el país y determinar títulos de anticuerpos antirrábicos para el ingreso de mascotas a países de la Comunidad Europea, a través de la técnica de inhibición de focos fluorescentes (RIFFT).
El diagnostico no se hace en el animal vivo., sólo se puede sospechar por la sintomatología. Al animal sospechoso que ha mordido a una persona se le debe aislar y confinar para que no escape. Avisar inmediatamente al Servicio Nacional de Salud y mantenerlo en observación durante 10 días. Si en este tiempo no hay síntomas, no habrá posibilidad que la persona mordida sufra de rabia, debido a que "el virus se encuentra en la saliva solamente entre 3 y 7 días antes de la aparición de los síntomas de rabia". El animal sospechoso no debe ser sacrificado antes de la aparición de los síntomas porque no habrá virus en el encéfalo (Cerebro: Cuernos de Amón) que es la muestra de elección para el diagnóstico de laboratorio. En el caso de animal muerto y sospechoso de rabia, debe enviarse al laboratorio de diagnóstico el animal entero o sólo la cabeza.

Las leyes de Salud Pública requieren un período de observación de 10 días después de una mordedura por un perro o gato sospechoso debido a que el período de eliminación viral antes de los signos neurológicos en animales infectados naturalmente suele ser de entre1 y 5 días, sin embargo, algunos estudios demuestran que los perros infectados con rabia eliminan virus por su saliva hasta 13 días antes del inicio de los signos neurológicos, por lo que habría que extender los 10 días de observación.

Técnicas diagnósticas: Inoculación en ratones lactantes que es muy sensible pero demorosa mientras que la inmunofluorescencia es más rápida (Favi y Durán, 1991).

Vacunas y vacunación

Existen vacunas inactivadas preparadas en embrión de pato (Cepa Flury), en cultivos celulares y en ratones lactantes En Chile se usaba una vacuna nacional, inactivada con LUV, y preparada en ratones lactantes (Fuenzalida - Palacios, 1955). Se recomendaba aplicar la 1ª dosis a los 6 meses y la 2ª al año de edad y revacunar anualmente.

Vacunas antirrábicas ofrecidas actualmente en Chile: Imrab® preparada en una línea estable de células de riñón de hámster recién nacido, inactivada con β-propiolactona y que lleva hidróxido de aluminio como adyuvante. Se utiliza en perros, gatos y hurones por vía subcutánea, y en caballos, vacas y ovejas por vía intramuscular. Nobivac® Rabia preparada con cepa Pasteur clonada, con una potencia de al menos 2 UI, el doble de lo exigido por la OMS.

El Reglamento de Prevención de la Rabia en el Hombre y Animales (Decreto  del 22 de enero de 2013) establece que perros y gatos deben ser vacunados contra la rabia a los 2 meses de edad, revacunar al año y revacunar posteriormente  de acuerdo a lo prescrito por el laboratorio productor de la vacuna. Es lícito sugerir una vacunación permanente en las zonas en donde se hayan detectados murciélagos positivos al virus rábico. El ideal sería una vacunación masiva, gratis y obligatoria.

Vacunas contra la rabia: Vacuna Pasteur. El virus rábico denominado virus calle mata al conejo entre 21 y 25 días; Pasteur lo adaptó mediante pasajes sucesivos hasta que mataba al conejo en 6 ó 7 días, en ese momento el virus fijo presenta su máxima virulencia para el conejo habiendo perdido su patogenicidad para otras especies. Esta vacuna se prepara con médula ósea de conejos inoculados con virus fijo y desecada con potasa cáustica (KOH). Las vacunas preparadas con médula ósea desecada durante 13 días son las más atenuadas. El programa de vacunación consistía en aplicar esta vacuna como dosis inicial, para seguir administrando diariamente dosis de vacunas preparadas con un menor tiempo de desecación, hasta terminar con vacunas preparadas con médula ósea de entre 1 y 2 días de desecación.

Vacunas inactivadas. El virus rábico obtenido de tejido cerebral de diferentes especies animales se inactiva con fenol (Método Semple), cloroformo o luz ultravioleta. La inmunidad que producen estas vacunas es aceptable, dura un año, pero presentan el peligro de trastornos postvacunales derivados de la presencia del factor encefalitógeno. Por este motivo se han discontinuado en Chile.

Vacunas avianizadas de Koprowsky. Estas vacunas son de virus vivo modificado y generalmente contienen inmunopotenciadores. Son preparadas con la cepa Flury adaptada al embrión de pollo y que no produce la enfermedad en conejos y perros. La cepa Flury provenía del cerebro de la señorita Flury que en 1939 murió de rabia al ser mordida por un perro. La preparación de la vacuna se inicia con 136 pasajes en pollitos de 1 día para en seguida adaptar el virus en huevos embrionados; luego de  entre 40 y 45 pasajes se denominó LEP (Low egg passages), pero aún era virulenta para el hombre, ratones, hámsters, cobayos, gatos, bovinos y “chiots” menores de 3 meses. A veces producía rabia en gatos. La vacuna LEP se utiliza para vacunar perros mayores de 3 meses por vía IM. Luego de una segunda dosis la inmunidad dura 3 años. Esta cepa luego de entre180 y 200 pasajes en huevos embrionados disminuye su virulencia y se denomina HEP (High egg passages). Se utiliza para vacunar perros, gatos y bovinos produciendo una inmunidad por un año, considerándose una inmunidad sólida. Estas vacunas no producen accidentes postvacunales debido a que tienen el factor encefalitógeno. Actualmente las vacunas Flury HEP se preparan en cultivos celulares. La cepa KELEV con 100 pasajes en huevos embrionados se utilizó para vacunar perros mayores de 3 meses y bovinos.

Las vacunas preparadas con VVM pueden producir encefalomielitis en perros y gatos, y otras complicaciones como molestia local, cojera y linfoadenomegalia regional en el miembro afectado.

Vacunas preparadas en cultivos celulares. La cepa canina canadiense denominada cepa SAD (Street Alabama Dufferin) se fijaba mediante pasajes en ratones para luego ser adaptada a cultivos celulares de riñón de cerdo, ahora llamada cepa ERA que se utilizaba para inmunizar bovinos, equinos y perros. La cepa UNUKOVO 32 se utilizó en Europa del Este. Las vacunas de cultivos celulares como la ERA y Roxane, pierden su neurotropicidad para mamíferos y mantienen su capacidad inmunizante. Pueden inducir fiebre y signos sistémicos; sarcomas en gatos.

Algunas vacunas comerciales contra la rabia paresiante o derriengue. Cepa Roxana, Derri A Plus, Derriengue (Cepa SAD-2), Nobi Vac Derriengue (Cepa clonada Pasteur RIVM/PTA, elaborada en células BHK 21 clon CT, inactivada con β-propiolactona y con adyuvante fosfato de Al), Vacuna Derriengue (Cepa Acatlán V-319), Derri Pier con cepa PV obtenida en BHK-21 inactivada y adsorbida en AlOH), Derrisan (Cepa ERA, VVM obtenido en cultivos celulares de porcino) (Mendoza, Berríos, Ciprián y Hernández, 2005).

Vacunas antirrábicas comerciales para perros y gatos. Antirrabic (Cepa V319 Acatlán), Antirrábica (Cepa SAD HP), Defensor (Cepa PV-Paris, Pasteur), Endurall-K, Endurall-R, Inrab (Cepa PV-11), Inmunorab (Cepa Pasteur), Nobivac (Cepa RIVM/PTA inactivada), Rabguard, Rabigen® Virbac, Rabimune (Cepa CVS-11), Rabipet (Cepa PV en BHK e inactivada), Rabisan (Cepa ERA) y Rabi-Vac®Gotier (Cepa PV inactivada). (Mendoza, Berríos, Ciprián, y Hernández, 2005). Otras vacunas comerciales son: Trimune, Annumune, Dura RAB 1-3, Rabcine 3, Champion P Protector, Endurall-P, Rabguard-TC, Defensor, Rabdomun 1, Sentryal 1, Ravbac 1-3, Prorab-1, RM Imrab 3, entre otras.

Raboral (Recombinante). Se eliminó el gen TK del virus vaccinia y en su lugar se insertó el gen que codifica para la glicoproteína G del virus rábico. Esta vacuna no está disponible comercialmente, solamente se ha utilizado en campañas de vacunación antirrábica en animales de vida silvestre, mediante cebos.

Vacuna antirrábica tipo Fuenzalida-Palacios. (Preparada en México en el Instituto de Higiene de la Secretaría de Salud). Esta vacuna es una suspensión de virus rábico fijo, cultivada en cerebro de ratón lactante de entre 1 y 3 días de edad, e inactivado con luz ultravioleta. Una dosis contiene tejido nervioso de cerebro de ratón lactante infectado con virus rábico fijo con un 40% de CVS, 40% de cepa 51 y 20% de cepa 91.

Vacunación contra la rabia en la pequeña mangosta asiática (Herpestes javanicus). La pequeña mangosta asiática se distribuye desde Iraq hasta la península de Malasia. Alrededor e 1850 fue introducida en el Caribe con el fin de controlar la sobrepoblación de ratones en las zonas productoras de azúcar, sin embargo, y debido principalmente a sus hábitos diurnos que contrastan con los hábitos nocturnos de los ratones, las mangostas no cumplieron con el objetivo para el que fueron llevadas, Pero, además del impacto sobre las poblaciones de aves nativas y reptiles, se detectó rabia en las mangostas en Cuba, República Dominicana, Granada y Puerto Rico. Las mangostas son el principal reservorio del virus rábico en el Caribe, causando rabia en el hombre y otros animales. Los intentos por reducir la población de mangostas han fracasado.

Actualmente se está incentivando el uso de la vacunación oral antirrábica en algunas especies como el mapache (Procyon lotor), zorros grices (Urocyon cinereoargentus) y otros carnívoros.

Blanton et al (2006) estudian la eficacia de una vacuna antirrábica en mapaches, utilizando la vacuna recombinante Laboral V-RG ® que contiene glicoproteínas inmunogénicas del virus rábico, y una nueva vacuna genética (SPBNGA-S) La vacunación oral se realizó mediante jeringas, aplicadas en mapaches sedados. El virus rábico de desafío fue la variante californiana mofeta. Ante el primer signo clínico de rabia los animales sedados fueron eutanasiados con barbiturato. La nueva vacuna antirrábica SPBNGA-S fue superior. No se observó rabia en los animales vacunados después del desafío. Los 5 animales en experiencia desarrollaron anticuerpos antirrábicos a los 14 días. Los animales no vacunados presentaron sintomatología de rabia a los 16 días después del desafío con virus rábico.


Situación de la rabia en Chile

Históricamente Darwin describió una epizootia de rabia en Chile en 1843 con un gran número de casos en perros y algunas decenas de casos en humanos.

Los primeros casos de rabia en Chile fueron descritos por  A. Durán en 1929.

La situación epidemiológica de la rabia en Chile se caracteriza por no registrar casos humanos de rabia transmitida por perros desde 1972. El último caso reportado en la Región Metropolitana data de 1969  y el último caso de rabia humana en el país ocurrió el año 1996,  causado por la variante 4 del  murciélago Tadarida brasiliensis. La fuente de infección fue encontrada en los juguetes del niño.  El murciélago cumplió con el papel de reservorio del virus.  En cuanto a la rabia en animales se describe que las variantes canina V1 y V2 no han circulado en Chile desde 1990, de hecho  Chile se declara libre de circulación de las variantes V1 y V2 ante OMS y OIE en 2010. La rabia silvestre es endémica en murciélagos insectívoros. Se han presentado casos esporádicos, sin capacidad epidémica en animales domésticos  por la variante V4. Los últimos casos de rabia en caninos y felinos fueron causados por la variante 4. Actualmente la rabia animal está circunscrita exclusivamente a la presentación de casos en murciélagos

La rabia en Chile ha disminuido significativamente en los últimos años, pasando de una situación endémica a la presentación de casos esporádicos. Registros históricos nacionales del Instituto de Salud Pública, de muestras enviadas para el diagnóstico de rabia entre 1929 y 1988, indican 7.017 casos positivos de un total de 41.191 muestras, en que el 96,6% correspondió a animales domésticos, 6% a animales silvestres y 0,4% a humanos.

Entre 1943 y 1955, la rabia urbana tuvo un carácter cíclico produciéndose brotes epidémicos y epizoóticos cada 4 ó 5 años, con 58 casos de rabia humana y 3.482 casos de rabia animal. Entre 1935 y 1954 la frecuencia de los casos de rabia fue muy superior en el perro, en relación con las demás especies, diagnosticándose 4.317 (86%) casos de rabia en perros, 256 (5%) en gatos, 284 (6%) en vacunos, 108 en otras especies (2%), y 57 (1,1%) en humanos. Hasta 1955 la rabia se presentaba de preferencia en el perro, así las estadísticas de los últimos 20 años lo señalaban como el responsable del mantenimiento de la enfermedad con el 86% de los casos controlados. La propagación de la enfermedad era favorecida por el gran número de perros vagos, los que estaban expuestos a enfermar por mordeduras de animales rabiosos y transmitir a su vez la enfermedad (Ministerio de Agricultura y Servicio Nacional de Salud, 1955).

En Chile la presentación de la rabia fue endémica entre 1950 y 1960 con numerosos casos en animales y en el hombre, cifras que se redujeron en 1970 hasta detectarse el último caso en humanos en 1972 y la presentación de casos esporádicos en animales y años silentes en el último decenio. Este logro sanitario fue posible debido a la aplicación de un programa masivo de vacunación canina, un adecuado control demográfico de esta especie y una vigilancia epidemiológica permanente, programa mantenido hasta 1962. En los casos esporádicos de rabia diagnosticados en los últimos años, un caso en perros y un caso en gatos en 1997, generalmente no fue posible determinar sus cadenas epidemiológicas, sugiriéndose que la fuente de contagio podría encontrarse en la fauna silvestre.

En enero de 1985 fue detectado el primer brote en quirópteros que afectó a 13 murciélagos insectívoros (Tadarida brasiliensis) en V y VI Regiones y Región Metropolitana.

Durante el año 1998, en el Laboratorio de Diagnóstico de Rabia, Instituto de Salud Pública de Santiago, Chile, en un total de 2.800 muestras, 808 remitidas como sospechosas y 1992 como muestras de vigilancia se registraron 9 muestras positivas a rabia (0,32% del total) las que correspondieron a murciélagos de la especie T. brasiliensis, provenientes de la VII y VIII Regiones y Región Metropolitana. En 1997 se registraron 32 muestras positivas correspondientes a 30 murciélagos, 1 perro y 1 gato (Favi y Young, 1999).

La identificación genética de los virus rábicos nacionales se realizó reactivando 119 cepas aisladas entre los años 1977 y 1997 desde animales domésticos, que corresponden a 13 caninos, 4 felinos, 3 bovinos, 1 porcino y 97 murciélagos (95 T. brasiliensis, 1 Myotis chiloensis y 1 Lasiurus borealis). Esta investigación permitió identificar 6 variantes genéticas del virus rábico, una corresponde a la variante canina y las cinco restantes a variantes de murciélagos insectívoros. Todos los virus obtenidos desde murciélagos no hematólogos fueron VAg4. En 7 de 10 caninos los virus aislados correpondieron a VAg4 y en los otros 3 fue VAg1 cuyo reservorio es el perro. En bovinos se encontró la variante 4 en 1977 y 1987; en 1983 fue la variante 1. La variante canina (VAg1) se encontró en muestras de perros aisladas en 1977, 1981, 1990. Esta variante canina no se encontró en ninguna de las muestras recibidas en años posteriores, lo que permite afirmar que esta variante no se encuentra circulando entre las poblaciones animales en Chile, lo que en último término ha hecho posible afirmar que el país se encuentra libre de rabia canina causada por la variante canina desde 1990 (Favi y Young, 1999).

Desde 1990 todos los virus aislados desde animales domésticos corresponden a la variante del virus rábico AgV4, propia de los murciélagos. El último caso de rabia en seres humanos descrito en Chile ocurrió en 1996 y el patrón de reactividad del virus aislado es compatible con el correspondiente al virus rábico de murciélagos T. brasiliensis. Anteriormente el último caso de rabia en seres humanos ocurrió en 1972 y fue causado por un perro  (Favi y Catalán, 1986).

De las cinco variantes que circulan entre los murciélagos insectívoros, se determinó el reservorio de dos de ellas correspondiendo a T. brasiliensis y Lasiurus spp, respectivamente. Un tercera variante, aislada de un murciélago de la especie Myotis chiloensis, corresponde a una variante nueva, no identificada anteriormente, similar a la variante de vampiros. A partir de estos antecedentes se puede concluir que aparte de la especie T. brasiliensis, principalmente de importancia en los hábitat urbanos, existen otros murciélagos reservorios de virus rábico, más comunes en áreas no urbanas, de los cuales se debe precisar su ecología para determinar los posibles ciclos de circulación del virus rábico en la naturaleza y el posible riesgo que ello represente para el hombre (Favi y Young, 1999).

Los programas de control de la rabia en Chile han demostrado gran eficacia y se han basado en el tratamiento antirrábico de personas mordidas, programas de vacunación canina, diagnóstico clínico y de laboratorio, vigilancia en perros y otros animales, controlando a los perros mordedores, eliminación de perros vagos, y educación sanitaria.

A partir de la década del 60 el programa de control de la rabia en Chile se realizó utilizando la vacuna nacional Fuenzalida-Palacios, con un efectivo control poblacional de perros urbanos y rurales, aumento de la vigilancia y envío de muestras al laboratorio. En 1982, debido a la situación epidemiológica de presentación esporádica de la rabia, se suspende la vacunación masiva, manteniéndose una vacunación periódica sólo en la 1ª Región debido a que Perú presenta una enzootia persistente; en el resto del país en casos de presentación de un brote se procede a la vacunación focal o perifocal, con la eliminación de los contactos animales y la vacunación de animales involucrados.

La realización de campañas masivas de vacunación en perros, cada 5 años, sería de baja eficiencia en Chile debido a los siguientes aspectos: La duración de la inmunidad de masa no es mayor a 3 años, el alto índice de reproducción y la taza de reemplazo de la población canina que se renueva cada 5 años; la gran cantidad de perros vagos, del orden del 60% en Santiago, con menor grado de confinamiento en comunas periféricas de menor nivel socio-económico donde aumenta la densidad de perros y se reduce la relación hombre-perro de 6:1 a 4:1; las bajas tasas de inmunidad antirrábica en localidades rurales pequeñas que presentan un bajo nivel de confinamiento permanente de perros y a la falta de vigilancia de rabia silvestre.

Rabia en Chile en el siglo XXI

Los últimos casos de rabia en bovinos y porcinos fueron diagnosticados en 1987, en humanos en 1996 y en caninos y felinos ocurrieron por última vez en 1997; todos correspondieron a la variante antigénica 4. Según Favi la rabia canina ha sido controlada en Chile (Favi et al., 1997).

En cuanto a vigilancia de animales silvestres realizada entre los años 2000 y junio de 2003, la gran mayoría corresponde a murciélagos insectívoros. Un 5,6% fue positivo al virus rábico. El 98,4% corresponde a murciélago T. brasiliensis, el resto de las especies (Myotis chiloensis, Lasiurus spp, Histiotus macrotus y Mormopterus kalinowsky) representa un porcentaje mínimo (Favi, 2004).

Entre 1985 y 2006 el virus de la rabia ha sido aislado en murciélagos: Tadarida brasiliensis (95%), Myotis chiloensis (1,7%), Histiotus macrotus (1,5%), Lasiurus borealis (1,4%) y Lasiurus cinereus (0,3%), en las regiones V, VI, VIII y RM.

A fines de diciembre de 2007 se informó a la OMS de un caso de rabia en un perro y un gato en la zona de Curicó. El caso anterior de rabia canina había ocurrido en 1977. Esta reemergencia de la rabia en el país está asociada a la presencia del virus rábico principalmente en los murciélagos T. brasiliensis.  El último caso de rabia canina ocurrió en Concepción en 2015, causado por la variante 4.

El último caso de rabia en humanos ocurrió en Quilpué en 2013 (Berríos, 2014).

Chile no puede ser declarado libre de rabia debido a la presencia del virus rábico en murciélagos.

Dos situaciones históricas relacionadas con la rabia en Chile

Una relaciona a la rabia con la Guerra del Pacífico. La primera comunicación sobre rabia en Chile fue realizada por el cirujano de la Armada don Pedro Videla Órdenes en su memoria para obtener el grado de Licenciado en Medicina y Farmacia (abril 14, 1879). En dicha memoria se concluía además, que el chamico (Datura stramonium) podía aliviar los síntomas más molestos de la rabia. Cabe consignar que el cirujano Videla asignado a la corbeta Covadonga fue alcanzado por un proyectil de 300 libras disparado por el monitor Huáscar que le amputó las dos piernas, falleciendo por una hemorragia incoercible el 21 de mayo de 1879 (Laval, 2003).

El segundo hecho se relaciona directamente con nuestra profesión y se refiere al primer mártir de la Medicina Veterinaria chilena, doctor Enrique Amion Ligardes, docente y clínico práctico, quien falleció el 28 de febrero de 1926 víctima de la rabia contraída al examinar el cadáver de una vaca infectada con el virus rábico (Fernández, 1994).

Vacuna antirrábica Fuenzalida - Palacios

Eduardo Fuenzalida Loyola.  En el año 1931 ingresó a la Facultad de Medicina Veterinaria de la Universidad de Chile. Egresó en 1935 titulándose como Médico Veterinario. Su máxima dedicación era investigar la inmunoprofiláxis de la rabia, estudios que lo llevaron a presentar en 1954, en la 3a Jornada de la Sociedad Chilena de Salubridad del Instituto Bacteriológico de Chile, junto al médico cirujano Raúl Palacios R., un método nuevo de elaboración de la vacuna antirrábica. Vacuna que superaba sin discusión a la vacuna original de Pasteur y a las existentes en el mundo en ese momento, debido principalmente a que no producía accidentes postvacunales de tipo neuroparalítico y también a su alta potencia inmunológica. Todo un logro para la actividad científica de Chile. En consideración al éxito de la nueva vacuna y a su gran experiencia, la Oficina Panamericana de la Salud lo incorporó, en 1966, como Investigador y Consultor de la Rabia en el Centro Panamericano de Zoonosis con sede en Buenos Aires, Argentina. En el año 1973 regresó a Chile. Don Eduardo falleció el 19 de julio de 1976 a los 64 años de edad a causa de una afección renal.

La vacuna de cerebro de ratón lactante (VCR) denominada "Vacuna Fuenzalida - Palacios" es bien conocida. En 1954 Eduardo Fuenzalida L. junto a Raúl Palacios R. dieron a conocer esta nueva vacuna antirrábica la que inicialmente fue aplicada solamente en perros. En 1958 fue probada en el hombre, específicamente en 64 voluntarios del Politécnico de San Bernardo, demostrando que los vacunados producían, a los 21 días de la experiencia, suficientes anticuerpos para obtener una buena protección contra el virus rábico; así se confirmó que la nueva vacuna de cerebro de ratón lactante era entre 50 y 100 veces más eficiente que la vacuna tradicional. En 1960 el Servicio Nacional de Salud de Chile autorizó su aplicación en seres humanos. En 1963 se permitió su uso en Uruguay, en 1964 en Argentina y Perú; Brasil y Venezuela lo hicieron en 1965, Cuba y México en 1967, Ecuador y Guatemala en 1969.
Eduardo Fuenzalida recibió el reconocimiento a su obra en vida, así México y Brasil le otorgan las máximas distinciones por "Servicios al país" y en Colombia la Condecoración al Mérito Asistencial del Ministerio de Salubridad. El Instituto Pasteur de París le honra con su Medalla de Honor por su importante aporte a la ciencia y a la salud de los pueblos.

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