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COMO PREVENIR EL HANTA. Francisco Palma. 2012

2012-02-10T09:23:00.000-08:00

Cómo prevenir el Hanta al acampar

Comienza el verano y con él también aumentan los riesgos de contraer el ya famoso virus Hanta. Para que en tu camping todo sea alegría y buenos recuerdos, aquí una guía para conocer más de este peligroso virus y saber qué hacer para prevenirlo.

Primero lo primero. Contraer el virus Hanta es grave, y en ello la evidencia empírica es contundente: en Chile en promedio, de acuerdo a datos del Ministerio de Salud, un 35% de los infectados finalmente muere. Para suerte nuestra los infectados son pocos (alrededor de 55 por año) y ello se debe, entre otras cosas, a que existen mecanismos eficaces para prevenir adecuadamente. ¿La clave? La Limpieza.

Foto: Héctor Yáñez, El Mercurio

La comida debe guardarse en envases herméticos.

El virus Hanta, como muchos saben, se aloja en los ratones silvestres, predominando especialmente en el Oligoryzomys longicaudatus, mejor conocido como el ratón de cola larga. La transmisión del virus Hanta se inicia en el ratón, quien lo difunde por tres vías: la orina, el excremento y la saliva. De este modo las posibles formas de contagio son respirar aire contaminado, consumir agua o alimentos contaminados, tomar ratones con las manos descubiertas o ser mordido por uno de ellos.

¿Cómo cuidarse del Hanta?

Antes que todo, no alarmarse de más. No hay evidencia que recomiende la restricción de actividades al aire libre por el Hanta, ya que el riesgo de contacto con ratones y sus excretas es de verdad muy bajo. De este modo, puede seguir adelante con sus planes de camping para este verano, lo que sí, debe ser cuidadoso y seguir la siguiente lista de consejos que nos cuenta a qué simples cosas poner atención para prevenir el Hanta:

Dónde ponemos la carpa: Lugares abiertos y expuestos al viento y al sol. El virus no resiste la luz solar, y además la infección por vía respiratoria ocurre en lugares cerrados y con presencia reciente de ratones. Del mismo modo se recomienda no instalar carpas en áreas próximas a desperdicios o pilas de madera o en lugares con pastos altos o maleza.
Carpa: Debe ser con piso, cierre y sin agujeros. No olvidar armar y revisar antes de comenzar tu viaje.

Foto: Héctor Yáñez, El Mercurio

La basura debe botarse en recipientes adecuados.

Alimentación: Guardar los alimentos restantes en envases cerrados herméticamente y lavar los utensilios de cocina inmediatamente después de usar.
Agua: Sólo tomar agua potable, embotellada o hervida.
Basura: Debe botarse en recipientes adecuados.
Senderos: en lugares de vegetación densa, caminar sólo por los senderos y huellas habilitados, evitando introducirse entre matorrales o pastizales

Como se aprecia, parte fundamental para el control del virus Hanta está en la limpieza y la responsabilidad, por lo que de poner en práctica estos consejos de prevención no debieran existir mayores problemas. Suerte en la acampada.

ANTECEDENTES HISTÓRICOS DE LA MEDICINA DE PEQUEÑOS ANIMALES EN CHILE. Alfonso Court 2011

2012-01-28T05:59:00.000-08:00

Antecedente históricos de la medicina de pequeños animales en Chile

Alfonso Court (MV)
Hospitales Veterinarios 3(3): 82 - 87, 2011

Resumen El ejercicio de la medicina en las especies menores en Chile se inicia a mediados del Siglo XX, representando una actividad profesional desarrollada por unos pocos, que fueron pioneros en esta especialidad y cuyas semblanzas se relatan en este trabajo, como los doctores Luis Schmidt Herman, titulado en 1914 en la antigua escuela de veterinaria militar y autodidacta en la medicina de pequeños animales, quien abrió un camino para las generaciones siguientes; el Dr. Eulalio Fernández Navas, recibido en 1935 en la Facultad de Agronomía y Veterinaria de la Universidad de Chile, quien nos relata antecedentes de los estudiantes de veterinaria en los años treinta y explica también como se realizaba el ejercicio de la clínica menor en esa época. Hay antecedentes históricos de valor, como conocer el primer lugar donde se atendieron perros y gatos en Chile en 1918 en la Quinta Normal, por el Dr Enrique Amión L., fallecido trágicamente de rabia; como también el primer Hospital para perros y gatos que funcionó en el país desde la crisis económica de 1930; también se refiere a la Dra Teresa Acchiardo, la primera mujer en obtener el título de Médico Veterinario en Chile en el año 1938.

INTRODUCCIÓN

Para tratar de escribir la historia de la medicina de pequeños animales en Chile, las fuentes de información disponibles para llevar a buen término este cometido no son abundantes, pues no se ejercía esta especialidad dentro de la medicina veterinaria chilena hasta, por lo menos, mediados del siglo XX. A esto se suma que los pocos veterinarios que trabajaban en el país, orientaban su quehacer básicamente a la atención de de animales mayores en predios agrícolas, caballares del ejército, o de la hípica; algunos en la preparación de vacunas y control de carnes en mataderos. No era costumbre en la época consultar por perros o gatos enfermos. 1

Entre los médicos veterinarios que laboraban en Chile, se mencionan algunos franceses contratados por el gobierno para ejecutar funciones muy específicas como los Drs. Broyuart, Mabilais, Varichon, Dumont, Blier, Lucet y Descazeaux, la mayoría de ellos, terminados sus contratos, volvieron a Francia. 2

LOS PRIMEROS ANTECEDENTES

Los primeros antecedentes que se tienen sobre la medicina de pequeños animales en Chile, se remontan a partir del siglo XX.

La carrera de medicina veterinaria se inicia en el ejército en 1905, al crearse la escuela de Veterinaria Militar y cerrarse los cursos de veterinaria y herraje que se realizaban esporádicamente desde 1898 en esa institución. Esta Escuela de Veterinaria Militar, anexa a la Escuela de Caballería, estaba ubicada en Santiago, en una zona que en esos años era rural y que corresponde actualmente a la calle José Manuel Infante al llegar a Irarrázabal: en la cual los cadetes después de tres años de estudios egresaban con el grado de subteniente de veterinaria, para servir en las distintas unidades montadas a lo largo del país. Estos estudios sólo contemplaban la medicina de las especies mayores y, casi exclusivamente, todo lo relacionado con la medicina de los equinos. 1

En 1915 se crea la primera Escuela de Medicina Veterinaria (civil) en la Quinta Normal (se cierra la Escuela de Veterinaria Militar. En esta nueva escuela, dependiente de la dirección General de los Servicios Agrícolas, se inauguró en 1918 una pequeña sala acondicionada como consultorio para perros y gatos, gracias a una donación de la benefactora doña Dolores Pinto, destinada a crear un lugar de atención para estos animales, que no existía en la capital. El consultorio funcionaba una vez a la semana en un reducido horario y era atendido por el Dr. Enrique Amión Ligardes, titulado en los primeros cursos de la Escuela de Veterinaria Militar. El Dr. Amión desempeñaba el cargo de profesor de Fisiología y de Clínica de Animales Mayores en la Escuela de Medicina Veterinaria y, por no existir ningún veterinario capacitado ern medicina de animales menores, tuvo que asumir el cargo en el consultorio, adaptando sus conocimientos estas especies. 1

Este consultorio sólo tenía funciones asistenciales, pues no existía la enseñanza de esta especialidad. El consultorio cerró en 1926 al fallecer el Dr. Amión, víctima de la rabia, contraída al examinar en el campo una vaca muerta por esa enfermedad. También en 1926, en el Instituto Sanitas en Santiago de Chile, los médicos Dr. W. Heegewald y Dr. Otto Riedel, obtienen en forma experimental las primeras radiografías en perros en América. 2

A partir de 1927, la enseñanza de la medicina veterinaria pasa a depender de la Universidad de Chile, creándose la Facultad de Agronomía y Veterinaria. Se nombra el año 1928, por Decreto Supremo Nº 6138 de fecha 28 de diciembre, al Dr. Luis Schmidt Herman (1896 - 1970) como el primer profesor de clínica de animales menores de la Facultad, con lo cual en marzo de 1929 se inicia la enzeñanza de esta especialidad en el país, permaneciendo en el cargo hasta 1936, fecha en que renunció para dedicarse a sus actividades privadas en el Instituto Sroterápico "Dr. Luis Schmidt Herman", de su propiedad. Este centro abrió en Santiago en 1920 en la calle Monjitas, próximo a la Plaza de Armas. Este Instituto, destinado a la venta de instrumentales y productos de uso veterinario, funcionó por más de 40 años, manteniendo en el local la única clínica privada para pequeños animales con que contó la capital hasta la década de los 40. Entre los años 1930 y 1940, estuvieron a cargo de esta clínica los doctores Fernando Barraza y Luis Monardes. 1 Debido a la renuncia del Dr. Luis Schmidt Hermann a la cátedra de clínica de animales menores en la Facultad, asumió el cargo en 1936 el Dr. Benjamín Cornejo (1911 - 1991) quien había sido su alumno poco antes, permaneciendo en el cargo hasta 1967 en que se acogió a jubilación.

En la época del Dr. Luis Schmitd Hermann, el consultorio funcionaba dos veces a la semana en la misma sala que años antes atendía el dr. Amión. El horario de atención se restringía a los días martes y viernes, de 11.00 a 12.00 horas para las clases de clínica menor, y los pacientes eran llevados por los propios alumnos del último año de la carrera. El Dr. Schmidt Herman había recibido su título de Oficial de Veterinaria en 1914, en la Escuela de veterinaria Militar, siendo un autodidacta en la especialidad. Viajó a Buenos Aires, donde realizó práctica en el hospital veternario de la Sociedad Protectora de Animales de ese país, experiencia que trajo a nuestro país. Luego, organizó el primer hospital para animales menores en Chile, antes que existiera la enseñanza de esta especialidad. 1

DR. LUIS SCHMIDT HERMAN (1896-1970)

Veamos lo que nos relata en su crónica: "En los años veinte, comenzaban las consultas y los llamados para atender perros y gatos enfermos, lo aprendido era escaso, libros sobre la materia ninguno; experiencia por aquiris. ¿Por qué no habría cátedras en la Escuela? Seguramente en países avanzados existirían, pero en Chile... Cada enfermo que examinar era un suplicio. ¿Cómo empezar, cómo refinar, acomodar una técnica más adecuada a las especies menores y de acuerdo al medio en que viven y la susceptibilidad de los amos? Había que adoptar una terapéutica mejor dirigida, ya sea en razón de dosis, susceptibilidad de las especies, olores medicamentosos, medios y manejos para curar.

Con la experiencia adquirida en el hospital veterinario de Buenos Aires, organicé un hospital para animales menores en un local adyacente al antiguo matadero de santiago, en calle Franklin, el que contaba con una sección de farmacia, gabinete de cirugía y diversas salas para la atención de enfermos, separados los perros y los gatos, también una sala para infecciosos. Había una cocina especial para la elaboración de alimentos y dos vacas para el suministro de leche. Como médico veterinario residente estaba el Dr. Juan Cáceres Azócar y un estadístico se encargaba de la vigilancia de los enfermos y de la administración del recinto. Había bastante trabajo y se logró formar un buen equipo de practicantes muy abnegados y competentes.

Para la mejor atención al público se adquirió una máquina Ford nueva y se le hizo una carrocería especial, como un cajón dividido en dos en la parte baja y a su vez un segundo piso subdividido en tres compartimientos chicos por cada lado, los dos de abajo servían para perros grandes y los pequeños para perros chicos o gatos. Por fuera un rótulo "Abulancia para perros y gatos". El día que entregaron el carro, fue solicitado por el "Diario Ilustrado" para sacarle una fotografía frente a su imprenta, que afortunadamente funcionaba en la Moneda al llegar al Palacio de Gobierno, digo afortunadamente, porque a los pocos minutos de parase la máquina y rodeada por un grupo de curiosos, alguien gritó: "¡No hay camas en los hospitales para la gente, faltan ambulancias en la Asistencia Pública, éste es un insulto a la pobreza, una burla al pueblo, destruyamos al momento esta perrera!" La oportuna intervención de la policía salvó a la ambulancia de ser destruída antes que transportara el primer enfermo: muchas veces después fue apedreada. Prestó muchos años de servicio y en 1935 cuando visité el hospital de la Sociedad Protectora de Animales en Nueva York, encontré en una oficina la fotografía de nuestra ambulancia, destacada como la caridad por los animales en Chile.

Nuestro hospital se defendía con grandes dificultades económicas; muchos enfermos recuperados con gran esfuerzo y abnegación eran olvidados por sus amos, a otros teníamos que darlos de alta, recibiendo a título de donación lo que el amo quería o podía dar. Con frecuencia el costo de la hospitalización era mayor que las entradas. Se mantenía el hospital por razones sentimentales y porque fue el primer paso hacia la enzeñanza profesional; algunos jóvenes estudiantes iban a practicar y a connaturalizarse con la medicina de pequeños animales. La gran crisis económica de 1930, fue el epílogo del primer hospital veterinario para perros y gatos que existió en Chile. 1

DR. EULALIO FERNÁNDEZ NAVAS

Este médico veterinario graduado en la Universidad de Chile en el año 1935, ejerció su carrera académica por 42 años en esa Universidad, como profesor en las Cátedras de Cirugía y de Higiene y Tecnología de los Alimentos. En estas semblanzas y recuerdos de medio siglo de medicina veterinaria (3), se evoca la historia de años pasados en nuestra profesión y sus vivencias en la medicina de pequeños animales.

El Dr. Fernández nos relata: "En nuestra época de estudiantes de la década de los años treinta, el consultorio de animales menores funcionaba dos veces por semana al medio día (11:00 a 12:00 horas). La llegada del Dr. Schmidt Hermann a dictar su clase de clínica menor era en verdad espectacular. El profesor era puntual: minutos antes de las 11:00 horas le veíamos descender de uno de los dos automóviles que solía alternar (lujo inusitado en esa época) y seguido por sus alumnos que le esperaban agrupados en la puerta del Policlínico, irrumpía riodosamente en el consultorio, requiriendo perentoramiente con su tonante vozarrón nasal, la presencia inmediata del gordo Leoncio, auxiliar encargado de introducir y sostener sobre la mesa de examen al inquieto paciente, que lo mismo podía tratarse de un corpulento mastín, un escurridizo minino o un frágil canario enjaulado. De maciza estampa, ademanes teatrales y atildad elegancia en el vestir, concitaba la atención de sus alumnos por la expedición y seguridad que ponía en el diagnóstico que emitía tras un rápido examen clínico.

Sus enseñanzas claras y exentas de retórica científica, eran captadas sin dificultad, así como el conocimiento y manejo del escaso arsenal terapéutico con que contaba la farmacopea de aquellos años. Estaba lejana aún la incorporación de drogas sulfas y antibióticos, que habrían de revolucionar radicalmente el arte de curar y los conceptos clínicos a partir de la década siguiente (1940). El "ojo clínico" gozaba de plena vigencia y las patologías que desfilaban ante nuestros ojos eran frecuentemente espectaculares: el distémper canino revestía formas severas y pese a ser considerada una infección de la primera edad, su virulencia se exacerbaba hasta e punto de afectar indiscriminadamente a canes jóvenes y adultos, con un índice de mortalidad de casi 50%. Fue así que en 1935 provocó la desaparición de casi un tercio de la población de galgos del Canódromo de Santiago, de efímera existencia en la rivera norte del Mapocho (Av. Balmaceda). El tratamiento de dicha enfermedad era sólo sintomático, pues no se disponía de vacunas ni elementos biológicos eficaces para combatirla con éxito. La proteinoterapia inespecífica (autohemoterapia, leche aséptica) y algunos productos de la industria farmacéutica (Omnadina) eran recursos que solían usarse con resultados aleatorios. Muchos casos derivaban a complicaciones graves y de difícil o imposible tratamiento, como ocurría con las de tipo neurológico (cuadros mioclónicos o parapléjicos). 3

LA RABIA, UN PELIGRO LATENTE EN ÉPOCAS PASADAS

A mediados del siglo XX, esta mortal zoonosis estaba siempre presente en las posibilidades diagnósticas realizadas por los clínicos de animales menores. Las variaciones en la tendencia de la rabia se pudieron estudiar, gracias al establecimiento de un centro de diagnóstico en el Instituto Bacteriológico de Chile en 1929 (actual Instituto de Salud Pública). A partir de 1935, se hacen perfectamente apreciables brotes y, con el mejoramiento de las denuncias y el registro, se observa que a partir de 1945 este ciclo se hace mucho más evidente. 4 En 1940, 1950 y 1955 hay un alza brusca de la enfermedad, que culmina en 1960, año que se diagnostica el mayor número de muestras positivas, enviadas desde diferentes lugares del país: ese año se diagnosticaron 558 caninos y 28 felinos positivos a rabia en Chile. correpondiendo el 62% a la ciudad de Santiago. 5

La rabia en Chile, hasta fines de la década de los años sesenta, se caracterizó por una enzootia en perros (gran cantidad de casos). A partir de 1962 se produjo una disminución drástica de los casos de rabia en perros y gatos. Se detectaron casos humanos transmitidos por perros hasta el año 1972. Las campañas de vacunación antirrábica canina masiva y la recolección de perros vagos en la perrera municipal, permitió obtener el control de la rabia urbana y prácticamente su eliminación a mediados de la década de los ochenta. En las últimas décadas no se ha registrado en el país la variante antigénica canina del virus de la rabia. A partir de 1991 en adelante, los casos positivos detectados corresponden en su totalidad a variante murciélago insectívoro. A la fecha actual, el último caso de rabia confirmado en animales menores, correpondió a un perro en 2007, siendo de origen murciélago. 6

EL SURGIMIENTO DE LAS CLÍNICAS VETERINARIAS

Hasta fines de la década de los años treinta, la ciudad de Santiago contaba solamente con una clínica veterinaria privada, ubicada en las dependencias del Instituto Seroterápico "Schmidt Hermann" en calle Monjitas, en pleno centro de la ciudad. En provincias no existía atención para animales menores. 3 En 1928, la Sociedad Protectora de Animales "Benjamín Vicuña Mackenna", estableció un consultorio semi-gratuito en calle Libertad, al que concurrían años después a practicar los interesados en la medicina de los pequeños animales. 1 En los años cuarenta empiezan a establecerse otros centros de atención clínica en la capital.

El Dr. Georges Mebilais, médico veterinario francés, nacido en 1876 y titulado en la Escuela de Medicina Veterinaria de Alfort (Francia) en 1899, contratado por el gobierno para trabajar en el "Instituto de Vacuna Animal" que funcionaba en la Quinta Normal para la preparación de vacunas, al terminar su contrato se queda a vivir en el país. Al inicio de la decada de los cuarenta abre una clínica para animales menores, junto a su casa habitación en la calle Lord Cochrane al llegar a la Alameda, la cual atendió por muchos años, hasta su fallecimiento en 1963 a los 87 años. 1.2

En 1942, el Dr. Julio Baytelman inaugura la "Clínica veterinaria Americana", ubicada en calle Condell, que permaneció en funciones hasta fines de los años sesenta.

Mención especial merecen las hermanas gemelas Teresa y Agustina Acchiardo Marín, por ser las primeras mujeres en titularse en el país. La Dra. Teresa Acchiardo (1914-1962) fue la primera mujer en obtener el título de Médico Veterinario en Chile en 1938. 7 Tiempo después su hermana Agustina obtiene el mismo título. La Dra Agustina Acchiardo, titulada en 1938, ingresa a trabajar al Instituto Biológico de la Sociedad Nacional de Agricultura. A partir de 1946, instala su clínica de animales menores (Cruz Azul" en calle Lord Cochrane), dedicándose durante toda su vida laboral a esta especialidad. En los años sesenta, traslada su clínica a la comuna de Las Condes, donde ejerció por muchos años. 8

En las décadas de los cincuenta y sesenta, a pesar que empezaban a aparecer nuevas clínicas privadas, el mayor número de consultas se atendían en la escuela de Medicina Veterinaria en Quinta Normal, lugar al que concurría el público desde diferentes puntos de la ciudad. En los años siguientes, el aumento de clínicas se hace notorio, no solamente en Santiago, sino a lo largo del país.

En 1974, la Escuela de Medicina Veterinaria de la Universidad de Chile, Alma Mater de la medicina veterinaria chilena, se traslada desde Quinta Normal, donde permaneció por casi sesenta años, hacia su nueva sede en Avenida Santa Rosa, comuna de La Pintana. En agosto de ese año, la Clínica de Animales Menores, inicia la atención al público en ese lugar. En octubre de 1974, es llevada a esa clínica un perro adulto mestizo de pastor alemán, con un gran número de ectoparásitos, desconocidos en el país; se enviaron las muestras al laboratorio de parasitología de la Escuela y el examen microscópico realizado por el Dr. Isaías Tagle, profesor de enfermedades parasitarias, reveló que se trataba de Rhipicephalus sanguineus, la garrapata del perro. Para mayor seguridad, el Dr. Tagle envió muestras a Estados Unidos al Dr. H. Hoogstral, jefe del departamento de zoología médica, el cual confirmó el diagnóstico. Se consideró de gran importancia establecer si esa garrapata existía en otros perros, para lo cual se visitó su casa en la comuna de la Granja. Según el propietario, el perro había sido criado en ese domicilio sin salir de el. Se examinaron otros canes de las vecindades, sin encontrar ninguna garrapata. Después de este caso, no se presentaron otros. Esta es la primera observación de garrapatas del perro en Chile. 9 En 1976, fallece el Dr. Tagle, poco después empiezan a aparecer nuevos casos, primero en las comunas de La Granja y La Pintana, y en los años posteriores el problema se extiende a todo Santiago y al resto del país.

Otra afección que era desconocida en Chile, la parvovirosis, fue descrita por primera vez en Estados Unidos en 1978; mientras que en el país, los primeros casos se observaron en seis cachorros llevados por su dueño a la clínica de animales menores en 1960, provenientes de la comuna de San Miguel, cuyos cadáveres fueron diagnosticados en el servicio de anatomía patológica de la Facultad. A fines de 1980 y comienzos de 1981, se aisla el virus en el laboratorio de Virología de la misma Facultad. 10

En 1995 se describe el primer caso de Nocardiosis en perros en Chile, en un canino llevado en interconsulta a la clínica menor de la Facultad, aislándose Nocardia asteroides. 11

En la clínica de animales menores se diagnostica por primera vez en el país, en 1986, un caso de Haemobartonella felis en gatos, (actualmente el agente se denomina Mycoplasma haemofelis) en una muestra de sangre de un felino mestizo de un año de edad, enviada al laboratorio de la Facultad, siendo reproducida experimentalmente la enfermedad en un gato hematológicamente negativo. 12

En la misma institución, se realiza el primer diagnóstico de peritonitis infecciosa felina en el país en 1986, utilizando los exámenes de laboratorio recomendados en la literatura de la época. 13.

Esta revisión bibliográfica de hechos, datos y fechas, que constituyen parte de la memoria histórica de nuestra especialidad, nos permite conocer la evolución de esta actividad, desde los pioneros que laboraron en épocas pasadas, enfrentando dificultades, incomprensiones y poca aceptación social, hasta llegar al desarrollo alcanzado en la actualidad.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. Schmidt Hermann L. Historia y evolución de la medicina canina en Chile. Primeras Jornadas de Animales Menores. Facultad de Medicina Veterinaria. Universidad de Chile. 1959

2. Sievers W. H. Chile: desarrollo de la Medicina Veterinaria durante la República. Imprenta Horizonte. Santiago. 197.

3. Fernández E. Medio Siglo de Medicina Veterinaria. Editorial Universitaria. Santiago, Chile, 1994.

4. Mora E. Aspectos epidemiológicos de la rabia. Tercera Convención Nacional de Médicos Veterinarios. Chillán. 1958.

5. Alvarez M, Townsed G. contribución al estudio epidemiológico de la rabia en chile. 1950-1960. Cuarta Concención Nacional de Médicos Veterinarios. Santiago, Chile. 1961.

6. Favi M. Primera Jornada de Actualización en Rabia. Universidad Santo Tomás. Julio 2007.

7. Historia del Colegio Médico Veterinario. Santiago, Chile. 2006.

8. Diccionario Biográfico de Chile. Duodécima edición. Santiago, Chile. 1964.

9. Tagle I. Presencia accidental de Rhipicephalus sanguineus en un perro de Santiago de Chile. Agricultura Técnica (Chile) 36: 136, 1976.

10. Berríos P. Aspectos epidemiológicos y control de la parvovirosis canina. Tópicos en enfermedades parasitarias e infecciosas en especies menores. Fac. Cs. Vet y Pec. U de Chile. Junio 1988.

11. Court. A. Un caso de Nocardiosis canina.Monografías de Medicina veterinaria 7(2), 1985.

12. Correa J., Court A., Mora I. Hallazgo de Haemobartonella felis en Chile. Av. Cs Vet. 1(1), 1986.

13. Albala A., Court A., Peritonitis infecciosa felina en Chile. Comunicación preliminar. Monografías de Medicina Veterinaria 8(2), 1986.

DETERMINACIÓN DE TÍTULOS DE ANTICUERPOS DE DOS VACUNAS COMERCIALES CONTRA INFLUENZA EQUINA, MEDIANTE LA TÉCNICA DE INHIBICIÓN DE LA HEMOAGLUTINACIÓN. Alejandra Jiménez N. 2010

2012-01-25T13:17:00.000-08:00

1. INDICE

1- Índice…………………………………………………………………………...1-2

2- Introducción…………………………………………………………………....3-4

3- Revisión bibliográfica………………………………………………………...5-15

4- Objetivos

4.1 Objetivo general………………………………………………...……16

4.2 Objetivo específicos ……………………………....………….…....16

5- Materiales y Métodos ..……………………………………….………….......17-18

6- Resultados y Discusión………….……………………………...…………..19-28

6.1. Tabla Nº 1- Títulos de anticuerpos para Influenza equina según dos
vacunas comerciales………………………………………….…………19-20

6.2. Gráfico 1: Títulos de anticuerpos obtenidos con Vacuna 1(Americana)
en cada uno de los diez ejemplares………………………….……….21

6.3. Gráfico 2: Títulos de anticuerpos obtenidos con la Vacuna 2 (Chilena)
en cada uno de los diez ejemplares .. ………………………………....22

6.4. Gráfico 3 y 4: Frecuencia de presentación de cada título de anticuerpo
de Vacuna 1……………………………………………………………....23

6.5. Gráfico 5 y 6: Frecuencia de presentación de cada título de anticuerpo
de Vacuna 2………………………………………………………………24

7- Conclusión…………………………………………………………………...29

8- Bibliografía…………………………………………….……………………30-34

9- Anexo…………………………………………………………….................35-36

9.1. Informe de Análisis……………………………………...……….35

9.2. Esquema del Virus de la Influenza Equina………….…….…..36

9.3. Placa micrométrica utilizada para la determinación de títulos de
anticuerpos…………………………………………………….………36

2. INTRODUCCIÓN

Las enfermedades del Aparato Respiratorio son las segundas en
importancia, después de las del Aparato Músculo Esquelético en la limitación
del rendimiento deportivo del caballo. Dentro de éstas, las infecciosas son de
gran importancia económica, especialmente, las de origen viral; debido a su
alta morbilidad afectando a un gran número de animales, llegando a producir
brotes de gran magnitud. Por esto su prevención es de gran importancia y debe
ser abordada bajo estrictos conocimientos sobre enfermedades infecciosas que
se refieren básicamente a su diagnóstico e inmunización.

En el caso de los caballos, una de las enfermedades virales respiratorias
más importantes por su alta morbilidad es la Influenza Equina, que afecta a un
gran número de ejemplares y se dispersa rápidamente abarcando un radio
amplio de contagio. Debido a esto, se puede ocasionar importantes pérdidas
económicas en un hipódromo, ya sea por el costo del tratamiento o cese de las
prácticas deportivas.

El primer brote en Chile fue descrito el año 1963. Luego han seguido a
las grandes pandemias ocurridas en el continente Americano y algunos de
estos brotes, se produjeron luego de la entrada de caballos aparentemente
sanos desde Argentina. Éstos fueron diagnosticados mediante la técnica de
laboratorio llamada Inhibición de la Hemoaglutinación, obteniéndose entonces
altos títulos de anticuerpo coincidentes con la enfermedad.

Debido a que ésta es una enfermedad altamente contagiosa, su
prevención y control son fundamentales a través de la Inmunización. En el
caso de la Influenza Equina se utilizan vacunas bivalentes, que contienen los
dos subtipos del virus, para así crear inmunidad y disminuir la posibilidad de
contagio.

Actualmente en Chile se ocupan vacunas nacionales e importadas, las
cuales tienen diferencias de precio notables. El presente estudio pretende
determinar los títulos de anticuerpos de dos vacunas comerciales contra el virus
de la Influenza, mediante la Técnica de Inhibición de la Hemoaglutinación

3. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

La Influenza Equina es una enfermedad infectocontagiosa de origen viral
que afecta las vías respiratorias superiores del equino y se caracteriza por ser
de aparición repentina y epizoótica. La Influenza Equina fue descubierta en la
antigüedad, ya que fue descrita hace varios siglos por veterinarios árabes en
Yemen. La enfermedad Clínica fue registrada en 1754. El primer virus de la
Influenza Equina fue aislado en Checoslovaquia en 1956 durante una epizootia
ocurrida en Europa del Este y se denominó A1 Praga. El segundo subtipo viral
fue aislado en Miami en 1963 y se conoce como A2 Miami (Berríos y Celedon,
1992.).

Es una enfermedad altamente contagiosa, de baja mortalidad (menor al
1%), pero de alta morbilidad aproximadamente 100% (Rolle y Mayer, 1984), de
denuncia obligatoria y aparición brusca, presentándose en grandes brotes
epizoóticos. Tiene una amplia distribución geográfica, presentándose brotes en
Norte y Sur América, Europa, India, África, China y Japón donde se efectuó el
último seguimiento de la OIE el 01/04/2009, sin encontrar nuevos focos. Por
esto, la Oficina Internacional de Epizootias, OIE, recomienda que la importación
de equinos sea de áreas libres de Influenza, exigiendo que los caballos vengan
vacunados y con un refuerzo booster dado dos a ocho semanas previo al viaje
(OIE, 2005).

La Influenza Equina es una enfermedad de denuncia obligatoria y de
notificación internacional a la OIE. En Chile se ha presentado en forma
esporádica y en algunas ocasiones ha mostrado un carácter de epizoótico
(Méndez y col. 2006).

En Chile, el primer brote de Influenza Equina fue descrito en 1963. Los
brotes han seguido a las grandes pandemias ocurridas en el continente

Americano y algunos de estos brotes, se produjeron luego de la entrada de
caballos aparentemente sanos desde Argentina (Berrios y Celedón, 1992).

La Influenza Equina es producida por un virus de la Familia
Orthomyxoviridae, estos virus están constituidos por un genoma formado por
ocho segmentos de ARN de simple cadena y polaridad negativa; cada uno de
estos segmentos, se encuentra unido a nucleoproteínas, dentro de la
nucleocápside también se localizan las tres polimerasas virales (PB1, PB2, PA)
y dos proteínas no estructurales (NS1 y NS2) que actúan como reguladoras de
la trascripción, a su vez, la nucleocápside se encuentra recubierta por una
envoltura lipídica que está tapizada por las proteínas de matriz y membrana. La
superficie externa de estos virus, está cubierta por dos glicoproteínas con forma
de Espículas: neuranimidasa y hemoaglutinina (Sguazza, 2006), siendo esta
última la más abundante y es el principal antígeno contra el cual se producen
anticuerpos neutralizantes del hospedador (Hidalgo y col, 1999). La HA, permite
la adsorción viral a receptores celulares que contienen ácido siálico, siendo
incorporado a la célula en una vesícula endoplasmática por endocitosis. La
acidificación de la vesícula cambia la conformación de la HA e induce la fusión
del manto viral con la membrana endocítica, liberando al citoplasma el complejo
ARN - nucleoproteína (NP) - polimerasas (PA-PB1-PB2), el cual es
transportado al núcleo. Allí se transcriben los 8 ARN mensajeros que originarán
proteínas estructurales y no estructurales (NS1, NS2). Los nuevos viriones se
ensamblan en la superficie celular y se liberan por yemación. En esta etapa, la
neuraminidasa juega el papel fundamental de separar el ácido siálico de las
glicoproteínas viral y celular, permitiendo la liberación del virus y evitando su
aglutinación en la mucosa. En este proceso algunas células mueren por efecto
del virus o de la respuesta inmune celular; otras permiten varios ciclos
replicativos virales.

Los diferentes subtipos de virus influenza se originan por los cambios en
los antígenos de superficie H y/o N. Estas variaciones antigénicas ocurren por
recombinaciones genéticas o por mutaciones puntuales, fenómenos frecuentes
en estos virus debido a la fragmentación del ARN y a la baja fidelidad de la
replicación viral (Luchsinger, 2009).

La partícula viral posee tres componentes antigénicos, uno de ellos es la
nucleoproteína, cuyas diferencias antigénicas permiten clasificarlos en tres
grandes tipos (A, B y C). Los virus del tipo A son los únicos que a su vez se
pueden subdividir en diferentes subtipos de acuerdo a la composición de las
otras dos proteínas antigénicas: H y N. Los virus del tipo B y C son patógenos
predominantemente humanos aunque también han sido aislados a partir de
mamíferos marinos y cerdos respectivamente y solamente producen
infecciones respiratorias muy leves (Sguazza, 2006).

Presenta 2 subtipos: A equi 1 Paraga y A equi 2 Miami, que no presentan
reacción antigénica cruzada, actualmente se denominan H7N7 y H3N8, ambos
se han presentado en Chile. El subtipo H7N7 no se ha detectado en el mundo
desde 1980. Sin embargo, en 1996 se reportó la detección de 53,9% de
positivos contra el subtipo A/equino-1 en equinos no vacunados provenientes
de tres regiones de Croacia, planteándose además que su circulación en la
población equina es subclínica (Berrios, 2005). H3N8, por otra parte, se ha
demostrado que circulan en grandes partes del mundo con exclusión de Nueva
Zelandia e Islandia.

Estudios recientes del subtipo H3N8 del virus de la gripe equina han
demostrado que estas cepas se han ido distanciando en dos linajes evolutivos,
el significado funcional de esta dicotomía filogenética ha sido examinado en dos
estudios de antigenicidad del virus, que emplean a un suero policlonal y el otro
que emplean anticuerpos monoclonales para estudiar la hemaglutinina (HA) de
proteínas de los virus (Oxburgh y Klingeborn, 1999).

El virus tiene capacidad de mutar por medio de dos tipos de cambios
antigénicos. Uno produce modificaciones menores y graduales dentro del
subtipo (“Drift” o deriva antigénica), con participación de la respuesta inmune. El
otro genera cambios mayores bruscos (“Shift” o recombinación de alta
frecuencia) a causa de recombinación genética durante una infección mixta
(Pinotti y col, 2002).

A pesar de su gran circulación entre los equinos, ambos subtipos
mostraron relativa estabilidad antigénica en comparación con el alto grado de
variabilidad serológica mostrado por los virus humanos en el mismo período de
tiempo (Donatelli y col., 1991).

En Chile, en el brote de Influenza Equina ocurrido en 1985 y causado por
el subtipo H3N8, se comprobó la existencia de anticuerpos contra el subtipo
H7N7 en animales no vacunados contra la IE y que habían presentado una
enfermedad respiratoria muy suave en los últimos meses de ese año, la que
había pasado casi desapercibida (Berríos, 2005)

Clásicamente, la IE se propaga a través de aerosoles, ya que un caballo
infectado con el virus, al toser o estornudar puede expulsar el virus a varios
metros de distancia. Hay pruebas que sugieren que cuando hay una
concentración de caballos enfermos en un solo lugar, podría generar una nube
de virus que podría viajar kilómetros de distancia, favorecida por el viento. Virus
de la gripe equina también tiene un desagradable truco: En el período previo al
desarrollo de la enfermedad, conocido como “el periodo de incubación”, los
caballos se observan aparentemente sanos, pero pueden eliminar el virus, y
propagan enfermedad en silencio (Forrest, 2007).

La enfermedad clínica se inicia con fiebre de 38.5 a 41ºC, el signo
dominante es tos seca que puede persistir durante una a tres semanas. Se
aprecian abundantes lágrimas, decaimiento. La inamovilidad, cansancio, rigidez
para echarse o levantarse con síntomas muy comunes. La mucosa respiratoria
se presenta congestiva, pudiendo detectarse Faringitis, Laringitis y Traqueítis.

Ocasionalmente se detecta Bronconeumonía y Miocarditis. Los ganglios
linfáticos del cuello pueden estar aumentados de volumen.
El animal con Influenza también presenta dolores musculares y está decaído e
inapetente. La recuperación ocurre entre 7 y 10 días. La tos puede persistir
durante 2 y 3 semanas. Las complicaciones de la IE comprenden: neumonía
bacteriana secundaria, pleuresía, bronquitis crónica, y enfermedad pulmonar
crónica obstructiva (Poleo, 2008).

La recuperación completa de los animales ocurre en 2 a 3 semanas
(Hidalgo y Col, 1999), siempre y cuando no existan infecciones secundarias, de
lo contrario la recuperación tarda más en concretarse, provocando grandes
pérdidas.

Los signos clínicos asociados al subtipo H7N7 son menos severos que
los producidos por el subtipo H3N8 (Hidalgo y col, 1999), además hace largo
tiempo no se ha encontrado un brote producido por este subtipo.

El diagnóstico serológico tradicional se realiza por la prueba de
inhibición de hemoaglutinación, en la cual los anticuerpos, presentes en el
suero del animal infectado, inhibirán la capacidad del virus de aglutinar glóbulos
rojos de pollo (Hidalgo y col, 1999).

Para entender mejor la Hemoaglutinación se basa en algunos antígenos
virales que tienen la capacidad para aglutinar eritrocitos de diversas especies,
sin embargo, la presencia de anticuerpos específicos en el suero del paciente
evitan la aglutinación de los eritrocitos por tales antígenos; cuando esto ocurre
se evidencia la presencia de anticuerpos. Para cuantificarlos se hacen diversas
diluciones del suero con el fin de hacer una titulación y determinar el nivel de
anticuerpos del paciente (Crespo, 2003).

El Ensayo de Inhibición de la Hemaglutinación es utilizada por muchos
laboratorios de diagnóstico y vigilancia para la detección de anticuerpos contra
el virus de la gripe (Boliar y col, 2006). Esta prueba fue descrita por Hirts en
1942 y luego modificada por Salk en 1944. Se realiza en placas de
microtitulación, mezclándose en una cantidad estandarizada de antígeno con
antisuero diluidos en forma seriada; posteriormente se añaden eritrocitos para
determinar la unión específica del anticuerpo a la molécula. Es una técnica
extremadamente confiable, pero es requisito indispensable que los antisueros
de referencia se separen basándose en las cepas vacunales, que son las
cepas que circulan anualmente (Oropesa, 2003). Es bien sabido que la
Prueba de Inhibición de la Hemaglutinación es afectada por los inhibidores
inespecíficos presentes en el suero equino, Para esto hay varios tratamientos
para eliminar estos inhibidores, como el caolín (Boliar y col, 2006)

Ante la existencia de una enfermedad infecciosa en una población, el
objetivo inicial es su control y posteriormente, su erradicación. Para lograr tal fin
es indispensable establecer la causa, el origen, la transmisión del agente
infeccioso, teniendo en cuenta las especies involucradas, vías de eliminación,
resistencia en el ambiente, vectores, puertas de entrada, etc., intentando
interrumpir esta cadena epidemiológica en su eslabón más vulnerable, o que
más nos convenga desde el punto de vista de efectividad, practicidad o
economía. (Caro y Gutiérrez, 1999).

Por esto, las prácticas sanitarias de separación, eliminación, control de
ingreso, además del uso de tratamientos y medidas profilácticas específicas,
como la vacunación entre otras, han contribuido en reducir e incluso hacer
desaparecer algunas enfermedades infecciosas, sea a niveles locales, de
áreas, países, continentes e incluso mundial (Pinochet y Abalos, 1989.)

Deben establecerse regímenes de desinfección regular y aislamiento de
los animales infectados y períodos de cuarentena adecuados antes y después
de la movilización de equinos. Sin embargo, como consecuencia de la variación
antigénica de las cepas de virus de influenza, que ocurren a través de los años,
deben incorporarse a la vacuna cepas de aislamiento reciente, para el control
efectivo de esta enfermedad (Hidalgo y col 1999). Un estudio en el cual un
grupo de caballos fueron vacunados dos veces al año, fueron expuestos al
virus, demostrando que en ellos la tasa de morbilidad fue un 19%, lo que
concluye que es beneficioso para los recintos deportivos (Sugita y col, 2008)

El uso de vacunas contra la Influenza Equina se ha ido incentivando por
las graves pérdidas económicas que esta enfermedad ha producido en la
Hípica Mundial. En 1977 en nuestro país, la vacuna no se usaba. Cabe señalar
que al tenerse conocimiento de la presencia de Influenza Equina en Argentina,
algunos animales fueron vacunados presentando síntomas clínicos más
suaves. En 1985 y 1992 la enfermedad fue menos grave que en 1977,
probablemente debido al uso de vacunas; sin embargo, hay que señalar que su
aplicación no ha alcanzado la intensidad que las pérdidas económicas
ameritan. Al respecto es indicativo el hecho que en 1992, la enfermedad no se
presentó en el Hipódromo Chile de Santiago, plantel que vacunaba
regularmente (Berrios, 1995).

Cabe mencionar que dicha vacuna no previene completamente la
enfermedad, ya que en el caso de exposición al virus un número de éstos
enferman, pero su sintomatología es leve y en algunos casos pasa de forma
desapercibida, lo cual también es un problema ya que los enfermos subclínicos
la diseminan de forma oculta, este es un gran debate en los países libres de
Influenza Equina. (Newton y col, 2006)

La vacunación por sí sola no tiene como resultado la erradicación de la
enfermedad, por esto las medidas estrictas de bioseguridad y controles de
circulación son sumamente necesarias (Crook y Ada, 2007), sin embargo es
importante destacar que el virus muta año a año, por eso es importante
controlar las gripes extrajeras, además de tener una explicación a las variantes
y esto considerarlo para que se incluyan en nuevas vacunas (Imagawa y col,
1999).

En Chile, están registradas y autorizadas tres vacunas bivalentes contra
Influenza Equina, las cuales tienen altos niveles inmunitarios a fin de prevenir la
infección viral (Méndez y col, 2006), y se recomienda que estas vacunas
contengan un virus de la familia A/eq/South Africa/4/2003 (H3N8) (linaje
americano) y un virus de la familia A/eq/Newmarket/2/93 (H3N8) (linaje
europeo) (OIE,. 2005)

Esta vacuna es inactivada, es decir está formada por el o los
microorganismos completos, pero inactivados por algún método físico o
químico, éstas presentan gran estabilidad y seguridad, pero dan una respuesta
inmunitaria menos que las vacunas atenuadas (Sánchez, 2004)

Estas vacunas deben entregar al animal vacunado una resistencia
específica frente a la enfermedad, la resistencia producida por la vacuna debe
ser lo más larga en el tiempo, No debe producir efectos colaterales
indeseables, debe cumplir una serie de exigencias inherentes al producto
mismo. (Pinochet y Abalos, 1989.)

La reacción post vaccinal hace que la inmunidad del animal cree
anticuerpos protectivos contra el virus de la Influenza Equina, los cuales van
disminuyendo desde los 3 meses post vacunación en adelante. En Argentina
durante años se exigió vacunación anual, pero las últimas investigaciones
indican que la protección que ofrecen muchas vacunas disminuye al cabo de
unos meses. Esto significa que, cuando está por terminar el año de vacunación,
los caballos pueden volver a infectarse, aunque no muestren síntomas de la
enfermedad. Estos casos son particularmente peligrosos porque pueden
diseminar el virus e iniciar una epidemia (Quinlivan y col, 2005)

Se han propuesto diversos protocolos de vacunación:

Howard en 1971, proponía un calendario de vacunación contra la
Influenza Equina, que se iniciaba con dos dosis, como vacunación base,
aplicadas con un intervalo de 3 meses; en el caso de animales mayores
sin antecedentes de vacunación, este intervalo debería ser solamente de
2 semanas. En equinos menores de 2 años la revacunación debe
hacerse dos veces al año, bastando una sola dosis en animales
mayores.
. Bürki en 1977, preconizaba vacunar a potrillos mayores de 3 meses, los
que presentan un sistema maduro, a la vez que carecen de anticuerpos
maternos (Oirschot y col., 1991). Esta primera vacunación consistía en la
aplicación de dos dosis con un intervalo de 9 semanas. La revacunación
en equinos jóvenes, hasta 2 años de edad, sería en base semianual (dos
veces al año), en julio y enero del Hemisferio Norte, debido
principalmente a que la mayoría de los brotes de influenza equina en
Europa Central, habían ocurrido entre febrero y junio, y entre agosto y
octubre.
. Según Liu (1986) es recomendable aplicar una Dosis de Refuerzo
("Booster") repetida con 2 a 3 meses de intervalo, seguido por
vacunaciones anuales o semianuales. La primera vacunación se hacía a
los 3 meses de edad, considerando la presencia de anticuerpos
maternales; sin embargo, Liu y col. (1985) demuestran que los
anticuerpos maternos persisten en el animal joven durante 2 a 4
semanas, considerándose como títulos de anticuerpos IHA de valor
protectivo mínimo entre 16 y 32. Según estos autores pareciera que un
50% de los potrillos hijos de madres vacunadas un mes antes de la
parición, estarían protegidos durante los dos primeros meses de vida.
. Intervet (2008) primera vacunación a los 4 meses de edad o mayores,
segunda vacunación 4 semanas después de la primera vacunación,
tercera vacunación 6 meses después de la primera vacunación y luego
revacunación anual (detalle de producto Intervet
http://www.intervet.com.co/products/equilis__equenza_t/020_detalle_de_
producto.asp).

Y muchos más, pero cada recinto utiliza el protocolo que rige el país, de
acuerdo a las medidas de control y prevención que la autoridad sanitaria
describa.

En el caso de la Influenza Equina la respuesta inmunitaria post vacunal
es rápida, obteniéndose cantidades de anticuerpos protectivos antes de la
semana después de la vacunación, los que alcanzan un máximo
aproximadamente entre uno y dos meses después, para descender a valores
mínimos entre los dos y tres meses después de la vacunación (Berríos, 1995).

Tras la primera vacunación, se puede encontrar alguna reacción local en
algunos animales, que puede ser provocada en el caso que la aguja pase a
llevar algún vaso, por esto la vacunación es segura para su uso bajo
condiciones de campo normales (Heldens y col, 2002).

En nuestro país las actividades hípicas deportivas se desarrollan durante
todo el año, lo que implica que el riesgo de infección es constante, por el
frecuente traslado de equinos tanto dentro como fuera del país. Esto exige que
los equinos estén protegidos en forma permanente contra la IE, (Keller y col,
1990)

Para la entrada de equinos en Chile se exige: Que el país o zona de
procedencia esté libre oficialmente de Influenza Equina; antes del embarque los
animales deben ser sometidos a un periodo de aislamiento durante 30 días
como mínimo, en el lugar de origen; que sean negativos a las pruebas
diagnósticas y los animales deben ser vacunados con vacuna bivalente
inactivada entre 6 meses a 30 días previos al embarque ; deben venir
amparados con el certificado sanitario oficial otorgado al momento del
embarque por la autoridad sanitaria competente del país de procedencia que
acredita el cumplimiento de las exigencias sanitarias y se ajuste al modelo
aprobado. A la llegada de los animales serán sometidos a una cuarentena en la
Estación Cuarentenaria Pecuaria del SAG.

Es importante mencionar en cuanto a los títulos que podrían conside-
rarse protectivos frente a una infección de campo con virus de la IE, no existe
uniformidad de criterios. Según Jaeger y Barth (1971), títulos de 20 o mayores
serían protectivos. No obstante, otros autores señalan que títulos IHA
protectivos estarían dados por valores de 40 (Dannacher y col., 1977). Además
que la inmunidad óptima no se presenta hasta 7 ó 14 días después de la
segunda vacunación.

4. OBJETIVOS

4.1 Objetivo general

Determinación de títulos de anticuerpos de dos vacunas comerciales contra
influenza equina, mediante la técnica de inhibición de la hemaglutinación.

4.2 Objetivos específicos

- Determinar la respuesta inmunológica obtenida de caballos vacunados con
dos tipos de vacunas comerciales contra influenza equina, mediante la
obtención de títulos de anticuerpos.

5. MATERIALES Y MÉTODOS

Para este estudio se utilizaron 20 caballos Fina Sangre de Carreras,
entre 3 y 5 años de edad, clínicamente sanos, alojados en pesebreras del Club
Hípico de Santiago, y que fueron vacunados dentro del plan normal de
vacunación contra Influenza Equina de esta entidad hípica, es decir, todos
vacunados hace tres meses con 2 vacunas de distinta procedencia; una
nacional y otra americana.

Todos los ejemplares fueron sometidos a un examen clínico donde se
controló la temperatura corporal, frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria,
tiempo llenado capilar y reflejo tusígeno negativo.

Estos ejemplares fueron escogidos al azar y separados en dos grupos
según la vacuna que habían recibido tres meses atrás de acuerdo al plan de
vacunación de esta entidad hípica.

. Grupo Nº 1 constituido por 10 ejemplares que habían recibido tres meses
atrás una vacuna comercial importada Americana: Vacuna subunitaria
bivalente para la inmunización activa contra la Influenza y el Tétanos en
equinos. Contenía las subunidades proteicas del virus de la influenza
equina A equi subtipo 1 (Praga 56); A equi subtipo 2 (Newmarket 1/93) y
A equi subtipo 2 (Newmarket 2/93) más toxoide tetánico inactivado;
. Grupo Nº 2 constituido por 10 ejemplares que habían recibido tres meses
atrás una vacuna comercial. Vacuna viral Anti-Influenza Equina,
elaborada con serotipos A equi 1 y A equi 2, cultivados en embrión de
pollo, inactivados químicamente y absorbidos en hidróxido de aluminio.

Las vacunas utilizadas se encontraban autorizadas y registradas por el
SAG, ambas caracterizadas por sus laboratorios por su inocuidad, por una
rápida inducción y por una alta respuesta inmunitaria.

Las muestras se recolectaron en tubos con silicona, por punción desde la
vena yugular izquierda de cada ejemplar. Estas muestras se tomaron en la
mañana, entre las 8:00 y 9:00 horas, previo a que el ejemplar realice su
ejercicio matinal. Una vez recolectadas, se enviaron al laboratorio de virología
de la Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias de la Universidad de Chile
en un cooler, para ser procesadas y sometidas a la técnica de inhibición de la
hemoaglutinación para la determinación de los títulos de anticuerpos, donde
cada suero se evaluó individualmente mediante la técnica de micrométodo
recomendada para los virus de influenza humana, para lo cual los sueros
fueron diluidos previamente al 1/10 en PBS, luego se realizaron diluciones
seriadas al doble en PBS en volúmenes de 0,025 ml, a las que se adicionó
0,025 ml de una suspensión de antígeno conteniendo 4 UHA de virus. La
mezcla suero-virus se incubó durante 30 minutos a temperatura ambiente,
posteriormente se adicionó 0,05 ml de glóbulos rojos al 0,5%. Paralelamente a
la prueba se controlaron las UHA del antígeno, hemaglutinación inespecífica del
suero y sedimentación de los glóbulos rojos. Las pruebas se incubaron durante
30 minutos a temperatura ambiente. La lectura del título IHA se expresa como
el valor recíproco de la dilución más alta del suero capaz de inhibir
completamente la hemaglutinación de 4 UHA del virus empleado en la prueba.

6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Los resultados obtenidos a través de las muestras de sangre mediante la
Técnica de Inhibición de la Hemoaglutinación, con los dos subtipos de virus, en
este caso se utilizó el virus A/equi/Santiago 77 H7N7 y el virus
A/equi/Santiago85 H3N8, con un valor recíproco de la dilución que inhibe cuatro
unidades hemoaglutinantes de la cepa viral. Los resultados obtenidos en el
Laboratorio de Virología de la Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias de
la Universidad de Chile.

Por tratarse de un estudio descriptivo se analizaron los resultados en
base a parámetros como la moda y frecuencia de presentación de los títulos de
anticuerpos.

Están expresados en la siguiente tabla:

6.1. Tabla Nº 1- Títulos de anticuerpos, con un valor recíproco
de la dilución que inhibe cuatro unidades hemoaglutinantes de
la cepa viral para Influenza equina según dos vacunas
comerciales.

VACUNA1

GRUPO A

H7N7

H3N8

1

1:32

1: 8

2

1:32

1: 8

3

1:32

1:32

4

1:64

1:64

5

1: 8

1:8

6

1: 8

1: 8

7

1:8

1: 8

8

1:32

1: 8

9

1:16

1: 8

10

1:8

1: 8

VACUNA 2

GRUPO B

H7N7

H3N8

11

1:16

1: 8

12

1:8

1: 8

13

11:6

1:16

14

1:16

1: 8

15

1:8

1: 8

16

1:8

1:64

17

1:8

1:16

18

1:8

1:16

19

1:8

1:32

20

1:8

1: 8

El presente corresponde a un estudio de tipo descriptivo, los resultados
están expresados con el valor de mayor frecuencia en la distribución de datos,
expresados gráficamente:

6.2. Gráfico 1: Títulos de anticuerpos obtenidos con vacuna 1,
Americana, con un valor recíproco de la dilución que inhibe
cuatro unidades hemoaglutinantes de la cepa viral, en cada uno
de los diez ejemplares (Grupo A), donde el eje “y” representa a
los títulos de anticuerpos y el eje “x” es cada uno de los
equinos (1-10):

6.3. Gráfico 2: Títulos de anticuerpos obtenidos con la vacuna
2, Chilena, con un valor recíproco de la dilución que inhibe
cuatro unidades hemoaglutinantes de la cepa viral, en cada uno
de los diez ejemplares (Grupo B) donde el eje “y” representa a
los títulos de anticuerpos y el eje “x” es cada uno de los
equinos (1-10):

6.4. Gráfico 3 y 4: Frecuencia de presentación de cada título de
anticuerpo con Vacuna 1 (Grupo A), representado gráficamente

Grafico 3 Grafico 4

6.5. Gráfico 5 y 6: Frecuencia de presentación de cada título de
anticuerpo con Vacuna 2 (Grupo B), representado gráficamente

Grafico 5 Grafico

En los gráfico 3, 4 ,5 y 6 tienen como medida un valor recíproco de la dilución que
inhibe cuatro unidades hemoaglutinantes
Evaluando cualitativamente los resultados, se aprecia que la moda para
ambas vacunas está dada por títulos bajos (1:8 y 1:16).

Se puede observar en el Gráfico Nº 3 y 4, que el 40% de los ejemplares
muestreados presentaban títulos de anticuerpos contra H7N7 de 1:32 y de 1:8,
mientras que para H3N8, el 80% de los ejemplares presentaban títulos de 1:8.
Esto indica que este grupo de animales tiene una correcta protección frente al
virus H7N7 con la vacuna 1 a los tres meses post vacuna, según Dannache y
col (1977) Sin embargo, el último brote de influenza que se presentó en el país
en el año 2006 (Mendez y col., 2006), la cepa actuante fue la H3N8. Los títulos
que dio esta vacuna para esta cepa son muy bajos y no protectivos.

Como se aprecia en los Gráficos Nº 5 y 6, para la vacuna nacional, un
alto porcentaje de los caballos presentaban bajos títulos de anticuerpos para
ambas cepas del virus. Los títulos para el serotipo H7N7 para esta vacuna
fueron sólo de 1:8 y 1:16, por lo tanto, según Dannacher y col (1977), no
protegen frente a un brote de Influenza equina. Los títulos obtenidos para el
serotipo H3N8 fueron igualmente bajos. Se puede concluir que después de tres
meses de ser vacunados estos caballos presentan títulos de anticuerpo bajos,
lo que lleva a una inmunidad baja para dicha enfermedad, por lo tanto, están
en alto riesgo de contraer la enfermedad en caso que entre el virus a nuestro
país.

La baja cantidad de títulos de anticuerpos demostrados en este estudio
nos lleva a la discusión a un cambio en el plan de vacunación utilizado o a
conseguir otra vacuna que entregue mejores títulos protectivos.

Esto es de cuidado ya que aun existen brotes esporádicos de la
enfermedad en países donde se practica la vacunación, esto se debe a que la
vacuna no tuvo buena cobertura o a que nuevas cepas surgen y se introducen
(Crook y Ada, 2007).

El virus influenza presenta variaciones antigénicas constantemente y de
diversa importancia, conocidas como variaciones menores (drif) y mayores
(shift). Las variaciones menores afectan a la hemaglutinina y conducen a la
aparición de nuevas cepas; se producen por mutaciones espontáneas de genes
que codifican la hemaglutinina y dan lugar a la aparición de nuevos brotes
epidémicos. Las variaciones mayores son conocidas como cambios totales del
antígeno H, del N o de los dos, lo que da lugar a la aparición de pandemias
(Juanes y Arraosla, 2002).

Se sabe, por lo mencionado anteriormente, que la vacuna no tiene por si
sola la capacidad de erradicar a la enfermedad, pero sí reduce la
susceptibilidad de los caballos en riesgo, además que reduce la severidad de
los signos clínicos; esto último también se puede tomar como el lado negativo
de esta vacuna, ya que puede enmascarar la enfermedad, produciendo el
contagio de otros caballos; éste es un gran tema de discusión en países como
Australia, en el cual solo se ha producido un brote y Nueva Zelanda que es un
país libre de la enfermedad, según Imagawa y col (1999).

Para esto se utilizan los estudios epidemiológicos basados en la
presencia de títulos de anticuerpos, además éste aporta a identificar si el plan
de vacunación utilizado es el adecuado para la población, de no ser así (como
el presente), optar por otro plan, para obtener los mayores beneficios de esta
vacuna. Este es un punto muy importante a considerar, ya que en Chile se
pueden identificar tres tipos de huéspedes distintos: Los no inmunes, que son
aquellos que nunca se han vacunado, ni enfermado; los inmunizados
completamente, que son animales con correcto plan de vacunación o que han
enfermado durante el último año, ya que la infección natural puede proveer de
protección clínica por lo menos un año (Hannant y col. 1988) y por ultimo los
parcialmente inmunes, que son aquellos con un plan de vacunación pobre;
estos últimos son los mas importante epizoóticamente, ya que pueden
enmascarar la enfermedad.

En cuanto a la muestra y resultados obtenidos en este estudio, con la
técnica antes descrita, al obtener bajos títulos de anticuerpos refleja que la
población en cuestión es altamente susceptible a epizootias, con alta
morbilidad que se traduce en enormes pérdidas económicas, por esto se
debería aplicar otro plan de vacunación, así se incrementaría la cobertura
inmunológica poblacional; a pesar que aumentarían la mantención de cada
ejemplar drásticamente, ya que a la vez es una inversión en el caso de que se
produzca algún brote, más aun cuando en estos momentos se están realizando
competencia a nivel mundial, donde la entrada y salida de caballos es alta,
aumentando el riesgo de contagio tanto en Chile, como en otros países, a pesar
de que exista un gran control por las entidades sanitarias adoptada en cada
país, en este caso el SAG, como cuarentenas, restricciones de ingreso y
egreso del país; es prácticamente imposible asegurar que la infección no
llegara en algún momento a nuestro país.

Con las vacunas disponibles contra influenza equina, se alcanza niveles
requeridos de anticuerpos para una solida protección solo por breves períodos
de tiempo, ya que a los 3 meses post vacuna los títulos de anticuerpos son
bajos. Esta situación hace que la población sea altamente susceptible a la
posibilidad de epizootias de muy alta morbilidad. Por esto, los estudios son de
gran importancia, ya que basados en los títulos de anticuerpos de la población
de caballos FSC, se puede proponer un nuevo plan de vacunación, que nos
proporcione inmunidad constantemente contra esta enfermedad que produce
tantas pérdidas económicas cuando se instala en un recinto deportivo ecuestre.

La mejor protección se producirá cuando exista una vacuna que tenga
estrecha relación entre el virus de campo y la cepa utilizada para crear dicha
vacuna, ya que se ha comprobado que las vacunas utilizadas han sido muy
efectivas para la infección con H7N7, pero no en infecciones por H3N8, porque
como esta última muta levemente, las vacunas se han quedado atrasadas ya
que el virus que contienen son irrelevantes como consecuencia de la deriva
antigénica.

Sin embargo la evolución de la vacuna contra La Influenza Equina no ha
terminado, ni terminará, por los cambios menores que presenta el virus que trae
consigo la necesidad de revacunar. Sería muy interesante encontrar un
antígeno estable, para que así la vacuna dure varios años y al momento de
realizar este tipos de estudios encontrar títulos altos; puesto que hoy en día las
fronteras, océanos y continentes dejaron de constituir un obstáculo para la
entrada del virus.

El seguimiento de los brotes por parte de las entidades sanitarias del
país es primordial, para identificar el virus que está infectando a la población,
estudiar la variabilidad antigénica de este virus, si es que la tuvo (lo que es un
gran aporte a la investigación y creación de nuevas vacunas) y obviamente
impedir la diseminación masiva de este; mediante aislamiento, tratamiento y
disminución de contagio.

Por lo mismo este estudio puede ayudar a los organismos, a la industria
y a los propietarios, a tener una visión más clara en cuanto a las medidas de
seguridad y educación sanitaria que deben instaurar en los recintos deportivos.
Un buen programa de vacunación es parte esencial de la crianza y mantención
de equinos en estos recintos.

7. CONCLUSIÓN

Los títulos de anticuerpos contra Influenza Equina determinados en estos
caballos FSC después de tres meses de ser vacunados fueron bajos para
ambas vacunas comerciales.

7. BIBLIOGRAFÍA

. BERRIOS E., PATRICIO; CELEDÓN V., MARÍA O. 1992. Influenza Equina
en Chile (1963- 1992), Avances en Medicina Veterinaria, vol. 7, nº 1, enero
– junio 1992.
. BERRIOS E., PATRICIO, 1995. Algunas consideraciones para prevenir la
Influenza Equina. TECNO VET; Año N°1, marzo de 1995
. BERRÍOS, PATRICIO E. 2005. Influenza Equina en chile (1963-1992),
Revista Chilena de InfectologÍa Rev. chil. infectol. v.22 n.1 Santiago mar.
2005
. BOLIAR, S. STANISLAWEK, W. CHAMBERS, T. 2006. Inability of kaolin
treatment to remove nonspecific inhibitors from equine serum for the
hemagglutination inhibition test against equine H7N7 influenza virus. J Vet
Diagn Invest 18:264–267, 2006
. BURLINGTON. Principles of Molecular Virology, 2005, 4 edition, USA:
Elsevier. ISBN 0-12-088787-8
. CARO, R.R. Y GUTIÉRREZ, L. R.. 1999. Vet. Arg., Bs. As., Prevención de
Enfermedades Infecciosas en Equinos
. CRESPO, MARÍA DEL PILAR 2003. El diagnóstico viral por el laboratorio,
Bacterióloga Microbióloga, Clínica Fundación Valle del Lili, Cali
. CROOK, A. ADA, R. 2007. Comunicado National Management Group.
Equine Influenza response remains on track. Australia 2007.
. DANNACHER, G., M. COUDERT, M. FEDIDA, M. PERRIN. 1977. La
grippe equine: Étude quantitative de Petat immunitaire post-vaccinal et des
correlations entre ses differents aspects. Revue. Med. Vet. 128: 323-341.
. -Detalle de producto Intervet
http://www.intervet.com.co/products/equilis__equenza_t/020_detalle_de_producto.asp)
. DONATELLI, I.; M. R. CASTRUCCI; L. CAMPITELLI; A. RUGGIERI; L.
SIDOLI & C. BUONAVOGLIA. 1991. First recovery of
A/Equine/Fontainbleu/1/79 Influenza viruses in Italy. Comp. Immun.
Microbiol. Infect. Dis. Vol. 14, 4. 315-323.
. FORREST, S., 10 OCTUBRE 2007, Department of Primary Industries
Equine Influenza Control and Vaccination – Striking a Balance
. HANNANT, D; D.M. JESSET; M.M. BINNS. Veterinary Record. 122 (2).
1988
. HELDENS, J.G.M. POUWELS, H.G.W. 2002. Efficacy and duration of
immunity of a combined equine influenza and equine herpesvirus vaccine
against challenge with an American-like equine influenza virus. Department
of Virological R&D, Intervet International BV, 2002.
. HIDALGO, MARYA. OBANDO, CESAR. MONTOYA, ALIX
INVESTIGADORES Y TAI. 1999. Influenza Equina, FONAIAP divulga Nº
63, Disponible en:
www.ceniap.gov.ve/publica/divulga/fd63/texto/influenza.htm
. HOWARTH. 1971. Manual of infections on diseases. UCD. USA
. -MAGAWA, H; SUGITA, S; FUKUNAGA, Y; KAMADA, M; IZUCHI, T
1999. An Equine influenza Vaccine Containing a Recent epidemic Strain.
Journal equine Sci. vol 8, Nº.1 pp. 1-6, 1999
. JAEGER, O., R. BARTH. 1971. Experiencias con inyecciones simultáneas
de prevacun y toxoide tetánico en el caballo. Libro Azul de la Behringwerke
AG. 4: 33-38.
. JUANES, JR., ARRAZOLA M.P. 2002. Vacunas inactivadas de la gripe.
Servicio de medicina preventiva. Hospital Universitario. Madris, España.
2002
. KELLER F., KLAUS; SEPÚLVEDA S., ONÉSIMO; IBARRA M., LUIS
1990. Influenza Equina: Respuesta serológica en equinos inmunizados con
vacuna anti Influenza Equina bivalente. Avances en Medicina Veterinaria,
Vol.5 (2), Julio-diciembre 1990.
. LIU, I. 1986. Update on respiratory vaccine in the horse. Proc. 32 annual
cony. Am. Assoc. Equine Pract. Nashville, Tennessee. 227-282.
. LIU, I., D. PASCOE, L. CHANG, Y. ZEE. 1985. Duration of maternally
derived antibodies against equine influenza in newborn foals. Am. J. Vet.
Res. 46: 2078-2083.
. LUCHSINGER, V. 2009. Caracteristicas del virus Influenza y diagnostico de
laboratorio. Resvista neumológica pediátrica vol 4 (1), pag 3-5 ISSN 0718-
332
. SAG. 1992. Comunicado Medidas contra la Influenza Equina. Xx pp
. MENDEZ,, P. GARCIA, A. MORENO V. MATHEU, C. BVO N° 7. II
Semestre 2006 Boletín veterinario oficial SAG, 2006. Brote de influenza
equina.
. NEWTON, J.R, DALY,J.M. SPENCER, L. MUMFORD, J.A. 2006.
Description of the outbreak of equine influenza (H3N8) in the United
Kingdom in 2003, during which recently vaccinated horses in Newmarket
developed respiratory disease, The veterinary record. 2006
. NORMAS GENERALES DEL MINISTERIO DE AGRICULTURA, 2006.
Diario oficial de la Republica de Chile nº 38.645, 22 de diciembre 2006
. OIE, CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES DE LA REUNIÓN 2005
DEL GRUPO DE EXPERTOS. Grupo de Expertos en Vigilancia sobre las
Vacunas contra la Gripe Equina, OIE Paris, Francia. Disponible en
http://www.oie.int/esp/E-Eq%20inf%20conc%20%20recs%202005.pdf.
. OIRSCHOT, J., G. BRUIN, E. DE BOER-LUYTZE, G. SMOLDERS.1991.
Maternal antibodies against equine influenza virus in foals and their
interference with vaccination. J. Vet. Med. B. 38: 391-392.
. OROPESA, S. 2003. Manual de procedimeintos para el diagnóstico de
laboratorio de las infecciones respiratorias agudas de Etiología.
Organización panamericana de la salud. Capítulo VII. Virus Influenza. 2003
. OXBURGH, L., KLINGEBORN, B. 1999. Cocirculation of Two Distinct
Lineages of Equine Influenza Virus Subtype H3N8. J Clin Microbiol. 1999
September; 37(9): 3005–3009.
. PINOTTI, M., OCCHI,H.,LUCCA,E., BLAINQ,L. LUY,D. 2002. Prevalencia
de anticuerpos contra influenza equina en la region centro-norte de la
provincia de Santa Fe, Argentina, durante los años 1997 – 99. Revista
FAVE - Ciencias Veterinarias 1 (2) 2002.
. PINOCHET V. LAUTARO., ABALOS P. PEDRO 1989. Vacunas y
vacunación. Monografías de Medicina Veterinaria, Vol.11(2).
. POLEO G. MIGUEL 2008, Publicación La Influenza Equina 17 Mar 2008
. QUINLYAN, M., ZAMARIN, D., GARCIA-SASTRE, A., CULLINANE, A.,
CHAMBERS,T., PALESE, P. 2005. Attenuation of Equine Influenza Viruses
through Truncations of the NS1 Protein. 2004 Department of Microbiology,
Mount Sinai School of Medicine, New York, New York 10029,1 Department
of Life Sciences, University of Limerick, Limerick, Ireland,2 Virology Unit,
Irish Equine Centre, Johnstown, Naas, County Kildare, Ireland,3 Department
of Veterinary Science, Gluck Equine Research Center, University of
Kentucky, Lexington, Kentucky 40546.
. ROLLE, M., A. MAYER. 1984. Medizinische Mikrobiologie, Infektions und
Seuchenlehre. Editor A. Mayr. V. Edición. Stuttgart, Ferdinand Enke Verlag.
. SGUAZZA, 2006. Producción de Vacunas de 2º Generación a partir de
Proteínas Recombinantes. Cátedra De Virología - Facultad De Ciencias
Veterinarias 2006.
. SUGITA, S; OKI, H; HASEGAWA, T; ISHIDA,N. 2008. Estimation models
for the morbidity or de horses infected with the equine influenza virus.
Journal Equine Sci.Vol.9, Nº.3 pp. 63-66, 2008
. SÁNCHEZ, JM. 2004. Curso de Introducción a la Inmunología Porcina.
Segunda 2da edición, capitulo 8, vacunas. 2007.
. SÁNCHEZ, D. VEGA BRICENO, L. ABARCA K. 2006. Vacuna anti-
influenza en niños: Estado del arte, Hospital Clínico Pontificia Universidad
Católica de Chile Departamento de Pediatría. Rev. chil.
infectol. v.23 n.2 Santiago jun. 2006

9- Anexos

9.1 Informe de análisis de muestras de la facultad de ciencia Veterinarias y
Pecuarias de la Universidad de Chile

RESULTADOS TESIS ALEJANDRA JIMENEZ

9.2 Esquema del Virus de la Influenza Equina

9.3 Placa micrométrica utilizada para la determinación de títulos
de anticuerpos utilizada en este estudio.

ALGUNAS CONSIDERACIONES PARA PREVENIR LA INFLUENZA EQUINA. Patricio Berríos Etchegaray 1995

2012-01-23T06:27:00.000-08:00

Algunas consideraciones para prevenir la influenza equina

Patricio Berríos E.

TECNOVET 1(1) 1995

Presentación de la influenza equina en Chile

La influenza equina es una enfermedad infecciosa causada por un Myxovirus tipo A que presenta dos subtipos: A/equi/1 (H7 N7) y A/equi/2 (H3 N8). En Chile se han descrito cuatro cepas: A/equi/1/Santiago/1977 (H7 N7), A/equi/1/San Carlos/1977 (H7 N7), A/equi/2/Santiago/1985 (H3 N8), y A/equi/2/Quillota/1992 (H3 N8).

En Chile la influenza equina se ha presentado cíclicamente desde 1957 a 1992. Los grandes brotes ocurrieron en Junio de 1963, Febrero de 1977, Diciembre de 1985 y Enero de 1992. La presentación de la enfermedad en los meses de verano es coincidente con brotes continentales, los que han ocurrido aproximadamente cada seis a ocho años.

La diseminación del virus de la influenza equina en el continente americano sigue una ruta presumible que se puede trazar de acuerdo con la información epidemiológica disponible, iniciándose en el invierno de los Estados Unidos de Norteamérica, pasando luego a México (1966), Brasil (1963, 1966, 1969, 1977 y 1985),Uruguay (1963, 1977 y,19,85) y Argentina (1977 y 1985)', para llegar finalmente a Chile en 1963, 1977, 1985 y 1992, y a Perú en 1977. No se dispone de mayores antecedentes que documenten' la presencia de la influenza equina en otros países americanos.

En.,nuestro país, además de los grandes brotes continentales, se ha sospechado de su presencia en Junio de 1957, Abril y Octubre 'de 1973, y Febrero de 1990. Según Francisco Fuschlocher, en 1936, hubo un brote de enfermedad respiratoria' en equinos, el que clínicamente correspondería a la influenza equina.

Cuadro 1 Brotes de la influenza equina en Chile

Fecha	Virus	Brotes de influenza equina coincidentes en América
1957 (Junio-Julio)	?	1957 USA (H7 N7 enzoótico)
1963 (Junio)	?	1963 USA Febrero (H3 N8) Mayo (H7 N7) 1963 Canadá Brasil Uruguay (H3 N8) 1964 USA Detroit (H7 N8) 1966 México (H3 N8)
1969 (Enero-Febrero)	?	1969 Brasil (H3 N8)
1973 (Abril y Octubre)	?	1972 Brasil (H3 N8)
1977 (Enero Y Febrero)	H7 N7	1976 Brasil Julio 1977 Argentina, Perú (H7 N7)
1985 (Dic. -Enero '86)	H3 N8	1981 USA Kentucky (H3 N8) 1985 USA Miami, Brasil (Julio), Uruguay (Octubre) y Argentina (Noviembre)(H3 N8)
1992 (Enero)	(H3 N8)	1991 Colombia (H3 N8) 1992 Argentina La Plata (H3 N8)

Agregar: 2006 (H3N8) San Bernardo

2012 (H3N8) Colina

Vacunas contra la influenza equina

El uso de vacunas contra la influenza equina se ha ido incentivando por las graves pérdidas económicas que esta enfermedad ha producido en la hípica mundial. En 1977 en nuestro país, la vacuna no se usaba. Cabe señalar que al tenerse conocimiento de la presencia de influenza equina en Argentina, algunos animales fueron vacunados presentando síntomas clínicos más suaves.

En 1985 y 1992 la enfermedad fue menos grave que en 1977, probablemente debido al uso de vacunas; sin embargo, hay que señalar que su aplicación no ha alcanzado la intensidad que las pérdidas económicas ameritan. Al respecto es indicativo el hecho que en 1992, la enfermedad no se presentó en el Hipódromo Chile de Santiago, plantel que vacunaba regularmente.

En el mercado nacional existen vacunas contra la influenza equina, generalmente consideradas como eficientes. Estas cumplen su objetivo si se aplican de acuerdo a un programa bien establecido.

En primer lugar hay que dejar en claro que existen vacunas preparadas con cepas chilenas del virus de la influenza equina que contienen los dos tipos de virus que causan esta enfermedad.

Diversas vacunas han sido comercializadas en el país, todas ellas con los dos tipos del virus de la influenza equina. Incluso, una de ellas es preparada con los dos tipos clásicos del virus, a los cuales se les ha agregado dos cepas variantes con el fin de aumentar su capacidad antigénica, lo que les permite desarrollar una buena reacción protectiva en los caballares vacunados.

En un mercado competitivo es necesario conocer los tipos de vacunas contra la influenza equina que se preparan actualmente en el mundo. Las clásicas vacunas se prepararon exclusivamente con virus cultivado en huevos embrionados. Recientemente se usan virus provenientes de cultivos celulares. Estos virus son inactivados y las vacunas se denominan muertas o inactivadas. Otras, conocidas como de segunda generación, contienen sólo una parte del virus, aquella que es capaz de producir una respuesta protectiva. Las vacunas contra la influenza equina pueden contener un subtipo del virus (monovalentes) o los dos (bivalentes). Algunas vacunas se presentan en forma combinada con otros gérmenes como el que causa el tétano. Otras se han combinado con reovirus tipos 1 y 3, y virus herpes equino tipo 1.

En el caso de la influenza equina la respuesta inmunitaria post vacunal es rápida, obteniéndose cantidades de anticuerpos protectivos antes de la semana después de la vacunación, los que alcanzan un máximo aproximadamente entre uno y dos meses después, para descender a valores mínimos entre los dos y tres meses después de la vacunación.

Programas de vacunación

Para establecer un programa de vacunación contra la influenza equina se deben considerar los siguientes conceptos:

El potrillo desarrolla su sistema inmunitario aproximadamente a los tres meses de edad. Antes no responde a los estímulos antigénicos. Las vacunas contra la influenza equina estimulan una rápida respuesta inmunitaria. Antes de la semana post vacunación se detectan altas cantidades de anticuerpos específicos. La respuesta post vacunal no es de larga duración. No dura más allá de 5 a 6 meses. En algunos casos hemos observado que esta respuesta, medida en anticuerpos inhibidores de la hemoaglutinación, disminuye en cantidades de anticuerpos que no serían capaces de proteger al animal vacunado frente a una infección por el virus de la influenza equina. La revacunación induce la producción de anticuerpos específicos en forma más rápida, con cantidades de anticuerpos mayores y que duran más. El efecto de refuerzo es considerado como bueno en las revacunaciones contra la influenza equina.

Un buen programa de vacunación contra esta enfermedad, debe iniciarse con una inmunización doble en potrillos de 3 y 4 meses de edad, revacunar 6 meses después, para seguir vacunando una o dos veces al año, especialmente en épocas críticas de alto movimiento de animales, meses invernales o cuando existan antecedentes de la enfermedad en países limítrofes.

La vacunación debe ser complementada con medidas, a nivel de fronteras, que eviten o retarden la entrada del virus al país, e impidan su propagación, restringiendo el movimiento de animales en las zonas amagadas. Es obvia la necesidad de mantener contactos permanentes con instituciones americanas que realicen el diagnóstico de esta enfermedad.

¿Cambian los virus de la influenza equina?

Sí, los virus de la influenza equina cambian, aunque mucho menos que los de la influenza humana, cuyos cambios cada 5 ó 10 años han significado grandes epidemias de gripe.

El subtipo 1 (H7 N7) ha permanecido estable desde su primer aislamiento en 1957. Incluso prácticamente ha desaparecido como patógeno en el mundo. Después de 1980 no se ha vuelto a aislar, aunque su presencia se detecta indirectamente por la presencia de anticuerpos séricos. Incluso en Chile, en el brote de 1985, causado por el otro subtipo (H3 N8), se comprobó la existencia de anticuerpos específicos contra el subtipo H7 N7 en animales que no se habían vacunado contra la influenza equina durante el año 1985, pero que habían sufrido una enfermedad respiratoria muy suave en los últimos meses de ese año, que prácticamente había pasado desapercibida, situación que concuerda con los antecedentes internacionales reportados para el subtipo 1 (H7 N7).

Sin embargo, todavía no se descarta su uso en las vacunas contra la influenza equina.

No ocurre lo mismo con el subtipo 2 (H3 N8), que es el virus que ha desplazado, desde 1981, al subtipo 1 (H7 N7). Este subtipo 2 ha presentado leves variaciones antigénicas en los últimos años, siendo el mejor ejemplo la cepa A/equi/2/Fontainebleau/1979.

Recientemente en 1992 se describe una nueva cepa de virus influenza equina denominada A/equi/Jilin (China)/1989, correspondiente al subtipo H3 N8, aunque genéticamente distinta.

El virus mató al 20% de la población equina de las provincias de Jilin y Heilonjang de la República Popular China. Para este virus no existen vacunas. Por razones de bioseguridad no se pueden preparar vacunas con esta cepa variante de virus influenza equina en Europa ni en América (Chambers, 1992).

Finalmente recordaremos que para realizar el diagnóstico de esta enfermedad a través del aislamiento viral, es necesario tomar muestras nasofaríngeas profundas durante la fase aguda del cuadro respiratorio. Si esto no es posible, se recomienda tomar dos muestras de sangre, una en la fase aguda de la enfermedad y otra en la convalescencia, es decir, aproximadamente dos semanas después. Con los sueros obtenidos se medirá el aumento de anticuerpos específicos o alza diagnóstica, que señalará el tipo de virus actuante.

Referencias bibliográficas

Berríos, P., M.O. Celedón. 1992. Influenza equina en Chile. Av. Cs. Vet. 7(1):9-26.

Chambers, T.M. 1992. Crossreactivity of existing equine influenza vaccines with a new strain of equine influenza virus from China. Vet. Rec. 131 (17):388-381.

VACUNAS UTILIZADAS EN EQUINOS. Patricio Berríos Etchegaray 2012

2012-01-23T06:10:00.000-08:00

VACUNAS VIRALES USADAS EN EQUINOS

INFLUENZA EQUINA

En el control de la influenza equina se usan vacunas inactivadas, bivalentes, preparadas con cepas de los subtipos del virus influenza equino H7 N7 y H3 N8 obtenidos en embriones de pollo. Algunos laboratorios utilizan huevos SPF (specific pathogen free). El virus se inactiva generalmente con formalina y luego se le adiciona hidróxido de aluminio como coadyuvante para mejorar la respuesta inmune.   Las vacunas contra la IE pueden ser monovalentes o bivalentes y combinadas. Una vacuna combinada (séptuple) como es la Resequin ® contiene los siguientes virus: VIE A/equi/1 (Cepa Praga/1/56), A/equi/2 (Cepa Miami/2/63), A/equi/ 2 (Cepa Fontainebleau/1/79), reovirus serotipos 1 y 3, VHE-1 (Cepa RAC-H) y VHE-4 (Cepa 2252).

El control de la IE se complica porque la inmunidad consecutiva a una infección natural dura un poco más de 1 año y por la alta capacidad del VIE de mutar y cambiar sus antígenos. Estos cambios antigénicos reducen el grado y duración de la protección conferida por previas infecciones o vacunaciones. En USA la IE es cíclica con una base endémica en que explosivos brotes ocurren con intervalos de varios años, cuando la inmunidad de masa de la población equina disminuye a la vez que se producen suficientes cambios antigénicos para generar nuevas cepas de virus. En Chile los brotes de IE han seguido a las grandes pandemias ocurridas en el continente americano y algunos de estos brotes se han producido luego de la entrada de animales aparentemente sanos desde Argentina (Berríos y Celedón, 1992). Es aconsejable entonces vacunar inmediatamente de conocer la presencia de la enfermedad en el continente americano.

La vacuna anti influenza equina debe aplicarse con un calendario que considere una primo doble vacunación a los 3 y 4 meses de edad del potrillo, revacunándose 1 ó 2 veces al año o en situaciones críticas de contagio. La primera revacunación se aplica a los 10 meses de edad del potrillo. Las yeguas preñadas deben ser vacunadas 4 a 6 meses antes del parto así los potrillos nacidos estarán protegidos durante varios meses por los anticuerpos pasivos de origen materno, los que eventualmente pueden interferir con la vacunación practicada antes de los 6 meses de edad.

Se acepta que títulos IHA, post vacunales, mayores de 60 serían protectivos. Otros autores lo expresan como título 5 log base 2 IHA, que sería el valor mínimo para conferir protección en caso de infección. Incluso indican que títulos de 4,3 serían suficientes para el A Equi 1, mientras que para el A Equi 2 se requeriría un título 4,0.

Vacunas comerciales anti influenza equina

Estudios realizados con vacunas anti influenza equina han revelado que la respuesta inmune humoral, medida por títulos de anticuerpos IHA, aparece rápidamente después de la vacunación, alcanzando un máximo aproximadamente a las 4 semanas, para luego decrecer paulatinamente (Pinto et al, 1980; Celedón et al, 1981; Keller et al, 1990).

CABOLAN contiene: Virus influenza A equi 1 y virus influenza A equi 2. Estabilizantes e inactivantes, es una vacuna viral anti-influenza equina, elaborada con los serotipos A equi 1 y A equi 2, cultivados en embrión de pollo, inactivados químicamente y absorbidos en hidróxido de aluminio coloidal. Se caracteriza además por su inocuidad y por inducir una rápida y alta respuesta inmunitaria. Se administra 1 ml por vía intramuscular en la región glútea o en la tabla del cuello. Revacunación: a las 4 a 6 semanas después de la primera dosis.

No sacrificar los animales cuya carne se destine a consumo humano antes de los 21 días.

La enfermedad natural no confiere una inmunidad duradera y los animales que la han cursado pueden contraerla de nuevo, se recomienda cumplir con el programa de una primovacunación y un “Booster” entre 4 y 6 semanas. Establecer a nivel de criadero un programa de vacunación masiva a toda la población equina. Si existe riesgo de epidemia, revacunar a toda la población incluyendo potrillos y yeguas gestantes, incluso si el medio ya se encuentra infectado.

Revacunar cada 6 meses o según indicaciones del Médico Veterinario.

• Mantener las medidas de asepsia adecuadas durante su administración.
• Utilizar sólo jeringas y agujas desechables.
• Una vez abierto el frasco utilizar todo su contenido, de lo contrario desecharlo.
• Mantener a temperatura de refrigeración 4-8°C. No congelar.

EQUILIS®EQUENZA T Vacuna inactivada sub unitaria contra Influenza y tétanos es una vacuna subunitaria bivalente para la inmunización activa contra la influenza y el tétanos en equinos. Contiene antígenos de tres diferentes cepas de virus de influenza equina, incluyendo dos nuevas cepas pertenecientes a los subtipos "Europeo" y "Americano" del virus influenza equina Newmarket A/2. Estos componentes protegen contra todas las cepas de influenza equina más relevantes en la actualidad.

Composición Cada jeringa pre-llenada contiene una dosis de 1 ml. Composición por dosis:
Subunidades purificadas de hemoaglutinina y neuroaminidasa de las siguientes cepas de virus influenza equina:
Prague/56 (H7N7)    : 100 AU
Newmarket/1/93 (H3N8, “subtipo Americano”) :   50 AU
Newmarket/2/93 (H3N8, “subtipo Europeo”) :   50 AU
Toxoide tetánico    :   40 Lf
Quillaia saponin (adyuvante)   :   125 mg

Programa de vacunación
Vacunación básica: En equinos con vacunación previa o que no se sabe si fueron vacunados, aplique dos dosis con un intervalo de cuatro semanas entre cada una, seguidas de una tercera dosis seis meses después. Debido a la posible interferencia de anticuerpos maternos, es recomendable vacunar por primera vez a los potros que provengan de yeguas vacunadas a los seis meses de edad, siguiendo el mismo esquema. Si la madre no fue vacunada, o no se sabe si lo fue, se puede iniciar la vacunación del potrillo a los cuatro meses de edad.
Revacunación: Aplique con un intervalo máximo de un año después de la vacunación básica. Los caballos que se encuentran en alto riesgo de contraer influenza, así como aquéllos que viajan constantemente porque participen en concursos, carreras, etc., deben ser revacunados cada seis meses. Las yeguas gestantes deben revacunarse además un mes antes de la fecha probable de parto para asegurar la transmisión de anticuerpos al potrillo mediante el calostro.
Recomendación: En el caso de un brote, es conveniente aplicar una dosis a todos los caballos que estén en riesgo de contraer la enfermedad, aún cuando hayan sido previamente vacunados

Mantener en refrigeración (entre 2° y 7° C), no congelar.

Precauciones y advertencias
Vacune solo animales sanos.
Antes de utilizar permita que alcance la temperatura ambiente (15-25 °C)
Agítese bien antes de usar.
Utilice jeringas y agujas estériles.
Ocasionalmente se puede producir una inflamación transitoria en el sitio de inyección, que desaparece en el transcurso de una semana.
Mantener fuera del alcance de los niños.
Información adicional : Equilis® Equenza T es segura en yeguas preñadas y se puede administrar en caballos durante el training, sin necesidad de suspender el ejercicio.
Uso Veterinario Venta bajo receta Médico Veterinaria.

FLUVAC Plus ® FORT DODGE Reg SAGARPA B-0176-107.- Vacuna bivalente e inactivada. Presentación: dosis individuales con jeringas desechables. Dosificación: vacunar desde los 3 meses de edad, aplicando dos dosis separadas con intervalos de 4 a 10 semanas. Aplicar 1 ml vía intramuscular. Revacunar anualmente.

FLUVAC EHV 4/1 FORT DODGE Reg. SAGARPA B-0176-106. Es una vacuna inactivada contra la influenza equina tipo A1 (cepa Praga 56) tipo A2 (Cepa Kentucky 92) y rinmoneumonitis equina (Herpesvirus equino 4/1) inactivado con adyuvante Meta-Strim

RESEQUIN:   En potros aplicar 1ª dosis a los 4 meses de edad, la 2ª entre los 6 y 7 meses de edad, y una 3ª a los 13 ó 14 meses después de la 1ª (o sea a los 9 a 10 meses de edad). Revacunar cada 9 ó 10 meses. En yeguas: aplicar 1ª dosis en los primeros meses de gestación; una 2ª dosis 8 a 10 semanas después, y una 3ª dosis 7 meses después de la primera.


Recientemente se comercializa una vacuna contra la influenza equina preparada con virus vivo modificado adaptado al frío y que se aplica por vía intranasal (HESKA Flu Avert I.N) la que confiere una inmunidad de por lo menos 6 meses.

Otras vacunas son: Calvenza, Duvaxyn, Fluvac (Innovador 4), Cavallon IR (Merial).

WILSON , W. D.,   E. W. KANARA, M. S. SPENSLEY, D. G. POWELL, W. S. FILES,   R. R. STECKEL.    1995. Guidelines for vaccination of horses. J. Am. Vet. Med. Assoc. 207(4): 426 - 431.

WILSON, W. D., D. ROBINSON.   2000. Field safety of a modified-live, cold-adapted intranasal equine influenza vaccine (HESKAÔ Flu AvertÔ I.N. vaccine) in horses. J. Eq. Vet. Sci. 20(1):8- 10.

RINONEUMONITIS EQUINA

La inmunidad en los casos naturales de rinoneumonitis equina es de corta duración. La mucosa respiratoria puede ser reinfectada 3 ó 4 meses después, aunque esta infección es asintomática. La inmunidad contra el aborto es variable, se han observado casos de aborto con un lapso entre 7 y 11 meses. Según Howarth (1970) algunas yeguas con altos títulos de anticuerpos contra el VHE-1 han abortado después de la infección con este virus (Berríos y Celedón, 1992).

Las vacunas contra la rinoneumonitis equina se preparan generalmente con VHE- 1 modificado o inactivado.

Infección planificada. En Kentucky USA, en la década del 60 se utilizó un programa de vacunación denominado “infección planificada” empleando VHE-1 parcialmente modificado en hamster durante 50 a 100 pasajes. El virus (Pneumabort) mantenía su infecciosidad aunque estaba adaptado al hámster. En este singular método de “vacunación”, el producto biológico consistía en una emulsión de hígado de hamster que se aplicaba por vía intranasal y era requisito ineludible que todos los animales fueran tratados simultáneamente, sin excepción, ya que el virus era capaz de transmitirse a los no tratados y provocar aborto. Las yeguas eran vacunadas en los primeros meses de gestación, esperándose que no se produzcan abortos en los críticos meses finales de la gestación. Es importante señalar que con este procedimiento se obtuvo una disminución de los abortos de 13,4% a 0,88%. La infección planificada se dejó de usar definitivamente en 1979.

Vacunas preparadas con virus vivo modificado. Mayr et al, en 1968, prepararon una vacuna de buena inmunogenicidad y que no era patógena para hámster, potrillos y yeguas gestantes. El producto comercial “Prevaccinol” ha sido muy usado en Europa. Se recomienda aplicarla en caballos mayores de 3 meses en una doble vacunación con 3 a 4 meses de intervalo, y una revacunación anual. En las yeguas preñadas a los 2 a 3 meses de gestación y luego a los 6 a 7 meses de gestación. En USA en 1973 se empezó a utilizar la primera vacuna anti rinoneumonitis equina con licencia, “Rhinomune”, preparada con la cepa RAC-H del VHE-1 atenuada en cultivos celulares. Se recomendaba aplicar una doble vacunación inicial con un intervalo de 4 a 8 semanas, seguida por una revacunación cada 6 meses, indicándose que los potrillos no fuesen vacunados antes de los 3 meses de edad y que las yeguas preñadas fueran vacunadas después del segundo mes de gestación. Entre 1975 y 1978 varios investigadores cuestionaron la eficacia de esta vacuna para proteger a las yeguas contra el aborto. Incluso en 1977 se le pidió al laboratorio productor que corrigiera sus recomendaciones para prevenir el aborto. Purdy et al, en 1978 desarrollaron una nueva vacuna anti RNE con virus atenuado en células VERO. La vacuna, llamada “Rhinoquin”, fue retirada del comercio por producir casos de enfermedad neurológica con paresia suave del tren posterior hasta una parálisis total (Berríos y Celedón, 1992).

Al estudiar la respuesta inmune humoral en equinos inmunizados con VHE-1 vivo modificado (vacuna comercial), se encontraron títulos máximos seroneutralizantes entre los 7 y 14 días post vacunación en hembras adultas y en potrillos de 1 año (Berríos et al, 1985).

Vacunas inactivadas. Las primeras vacunas inactivadas fueron de baja inmunogenicidad, inclusive producían efectos secundarios como anemia hemolítica inmune cuando el virus se obtenía en hamster. En 1974, Shimizu et al, prepararon una vacuna inactivada obtenida en cultivos celulares la que inducía una respuesta inmune seroneutralizante solamente cuando los caballos habían sido previamente infectados con el VHE-1. Mayr et al, en 1978 usaron los inactivantes beta propiolactona y acetiletilenimina y como coadyuvante hidróxido de aluminio y un aceite mineral, la vacuna así preparada inducía anticuerpos seroneutralizantes en equinos los que duraban 6 a 8 meses. Bryans et al (1978) desarrollaron una vacuna inactivada que producía altos títulos de anticuerpos neutralizantes en equinos y una aceptable resistencia al desafío con una cepa fetal del VHE-1. Al probar el producto comercial Pneumabort-K en yeguas preñadas, vacunándolas tres veces con intervalo de 2 meses (5º, 7º y 9º mes de gestación), se encontró que el 94% de los animales vacunados mantenía altos niveles de anticuerpos neutralizantes (título 80) durante los últimos meses de gestación, bajando la incidencia de los abortos en un 65% (Berríos y Celedón, 1992).

Doll (1961) describió una vacuna a virus vivo, obtenida de cepas EVH1 adaptadas a hamster. Su uso no se difundió, porque presentaba virulencia residual que condujo a abortos post–vaccinales.

Con respecto a los títulos de anticuerpos seroneutralizantes considerados como protectivos, Bryans indica un valor de 100, aunque otros investigadores encuentran que yeguas preñadas con títulos mayores de 64 resistían el desafío a los 7 a 11 meses de la gestación sin abortar. Considerando que la inmunidad humoral es transitoria, algunos investigadores han sugerido que es necesario una aplicación vacuna¡ cada 3 ó 4 meses para mantener títulos de anticuerpos específicos que aseguran una adecuada protección en potrillos de 1 año y animales adultos, recomendando vacunar a las yeguas no preñadas una vez antes del período de montas o después del parto; revacunar las hembras preñadas a los 2 a 3 meses de gestación, y administrar una tercera vacunación a los 7 a 8 meses de gestación. Estos autores recomiendan además revacunar cada 3 a 4 meses a los animales recién destetados y a los potrillos de 1 año. En USA se ha enfatizado en la inmunización de las yeguas antes o durante la preñez, debido a que existen antecedentes sobre el uso de las vacunas contra la RNE en el sentido de reducir las pérdidas debidas a aborto o muerte neonatal; sin embargo, estas vacunas, inactivadas o modificadas, no siempre confieren una adecuada protección y el VHE- 1 se mantendría como un agente responsable de graves pérdidas económicas por muertes fetales o neonatales; incluso se sospecha que el uso de estas vacunas preparadas con cepas de origen fetal sería responsable de la diseminación de cepas abortigénicas. Los problemas antes planteados han abierto la posibilidad del uso de vacunas subunitarias preparadas con virus purificados, ya sean componentes de la nucleocápside o partes de la envoltura, a través de ultracentrifugación en gradientes o en electroforesis en geles; así, en ensayos preliminares se ha determinado que los elementos inmunogénicos del VHE1 son glicoproteínas de la envoltura viral. La aplicación de estas fracciones en vacunas subunitarias podría ser una buena alternativa en vez de las vacunas convencionales. Recientemente, se ha preparado una vacuna recombinante, utilizando virus vaccinia y la principal proteína de la envoltura del VHE-1 (gB). Otra proteína posible de usar en este tipo de vacunas es la gH glicoproteína menor, la que en el virus herpes simplex es fuertemente neutralizada por anticuerpos monoclonales inhibiendo la infecciosidad viral.

VACUNAS COMERCIALES CONTRA LA RINONEUMONITIS EQUINA

FLUVAC EHV 4/1 FORT DODGE Reg. SAGARPA B-0176-106. Es una vacuna inactivada contra la influenza equina tipo A1 (cepa Praga 56) tipo A2 (Cepa Kentucky 92) y rinmoneumonitis equina ( Herpesvirus equino 4/1) inactivado con adyuvante Meta-Strim

RHINOMUNE:   1ª dosis a los 3 meses de edad; 2ª dosis 1 a 2 meses después. Revacunar cada 6 meses.

PREVACCINOL: En potrillos: doble primo vacunación 1ª a los 3 a 4 meses de edad; 2ª a los 6 a 7 meses de edad. Revacunar entre 6 a 7 meses después. En hembras gestantes: 1ª dosis entre el 3º y 4ª mes de gestación. Repetir entre el 7º y 8ºmes de gestación. En animales adultos: aplicar una dosis y repetir 3 a 4 meses después. Revacunar a intervalos máximos de 9 meses de edad.

PNEUMOABORT: En potrillos, aplicar 3 dosis de inmunización base: 1º al destete o después; la 2ª 3 a 4 semanas después y la 3ª 6 mese después de la 2ª. Revacunar anualmente. En hembras gestantes: vacunar al 5º, 7º y 9º mes de cada gestación. En animales adultos: aplicar dos dosis iniciales, separadas por un intervalo de 3 a semanas. Revacunar 6 meses después y anualmente.

RESEQUIN: Aplicar la 1ª dosis a los 4 meses de edad; la 2ª 2 meses después; la 3ª 4 meses después de la 2ª. Revacunar a intervalos de 6 meses. En hembras gestantes vacunar adicionalmente al 3º y 9º mes de gestación.

Wilson et al en su Guía de Vacunaciones en Caballos recomiendan lo siguiente:

En potrillos aplicar 1º dosis a los 2 a 3 meses de edad; una 2ª dosis 3 a 4 meses después, y una 3ª dosis 4 a 5 meses después ( o sea tres dosis cada un mes de
intervalo). Repetir cada 3 meses de intervalo.

En hembras gestantes vacunar a los 5, 7 y 9º mes de gestación ¡ con vacuna inactivada!

ARTERITIS VIRAL EQUINA

La arteritis viral equina es causada por un virus de la familia Togaviridae género Arterivirus. La cepa Bucyrus es el prototipo del único serotipo del virus ateritis viral equina. Desde 1953 cuando el virus arteritis viral equina fue por primera vez identificado han ocurrido ocasionales casos de la enfermedad. En 1984 se produjo un gran brote de arteritis viral equina en Kentucky, USA. Posteriormente se han presentado a los menos cuatro brotes de la enfermedad en USA y en Europa.

Vacunas contra la arteritis viral equina: ARVAC Fort Dodge Lab, preparada con virus vivo modificado, y AYERST ARVAC

ENCEFALITIS EQUINA VENEZOLANA

El virus encefalitis equina venezolana, un Alphavirus de la familia Togaviridae, reapareció en Venezuela en 1992 en la zona de Trujillo luego de 20 años de ausencia, provocando 10 muertes en 26 casos de encefalitis equina. Simultáneamente se detectaron anticuerpos contra el virus encefalitis equina en seres humanos. La cepa del virus de la encefalitis equina Trujillo 1992-93 es semejante a la cepa Colombia 833.

Existen vacunas inactivadas preparadas en embrión de pollo y vacunas preparadas con virus vivo modificado. No son totalmente eficaces por sus efectos colaterales. La vacuna ENCEPHALOID (Fort Dodge) es un producto inactivado bivalente, preparada en cultivos celulares además de ser más antigénica provoca una menor reacción local. Se aplica vía intradérmica Se han preparado vacunas microcapsuladas con el virus encefalitis equina tratado con formalina, en microesferas de DL-PLG (poly DL-lactide-co-glycolide) las que han dado mejores resultados que las vacunas preparadas con virus libre.

Tanto la vacuna trivalente (Virus encefalitis equina del Este, Oeste y venezolana) inactivada como la vacuna preparada con virus vivo modificado (cepa TC-83), deben ser aplicadas inicialmente en una primo doble vacunación separada por un intervalo de 3 a 4 semanas, y revacunar en base anual o antes de los meses de verano.

EQUIVAC TC83 BIVE Reg. SAGARPA B-0653-01. Es una vacuna de virus vivo modificado que se presenta liofilizado en presentación de 10 dosis para vacunar a burros, mulas y caballos contra la encefalitis equina venezolana. Una Vez reconstituida, se deberán usar las diez dosis antes de una hora, usando una aguja diferente para cada animal. Dosis i Ml. Por animal. Vacunar a partir del tercer mes de edad con revacunación anual.

VACUNAS BACTERIANAS USADAS EN EQUINOS

GURMA: Enfermedad aguda de los equinos jóvenes causada por Streptococcus equi. Las vacunas, tanto bacterinas comercial como autovacunas, se preparan de cultivos jóvenes de S. equi muertos que se administran tres veces sucesivas con intervalos de 10 a 14 días, a potrillos entre 2 y 4 meses de edad y no antes de las 12 semanas de edad. Las vacunas contra el gurma han sido conrovertida por sus resultados. GURVAC ® era una bacterina elaborada con una cepa autóctona de S. equi, inactivada con aldehído fórmico. Aplicar 2 ml en la tabla del cuello. Repetir a los 8 días. Vacunar a todos los equinos del predio, previamente desparasitados. No congelar el producto vacunal.

MULTIBACTERINA(R ) 7 INTERVETReg. SAGAR B-0273-138Inyectable Bacterina contra Carbón sintomático, edema Maligno, hepatitis necrótica, pasteurelosis Neumónica e infecciones mixtas. Cultivo total de cepas de Clostridium chauvoei, Clostridium nouvy, Clostridium sordelli, Clostridium septicum, Pasteurella haemolítica, Pasteurella multocida tipos A y D, inactivado químicamente y adsorbido en hidróxido de aluminio para inducir una mayor respuesta inmunológica. Bovino, equino, ovino y caprino. Prevención y control de carbón sintomático, edema maligno, hepatitis necrótica, infecciones mixtas causadas por Clostridium contenidos en la fórmula y pasteurelosis neumónica (fiebre de embarque). No vacunar animales enfermos o debilitados, con condiciones corporal pobre o parasitados. Bovinos y equinos: 5 ml, Ovinos y caprinos: 2.5 ml, Subcutánea (de preferencia). Intramuscular. Calendario de vacunación: Estas enfermedades son enzoóticas (se presentan en todas las regiones), por lo que se recomienda la inmunización periódica de la siguiente manera: Los becerros que se sabe que provienen de madres inmunizadas, deben ser vacunados después del destete (4 a 6 meses de edad) y revacunados 15 a 30 días después para aumentar el índice de protección. Las vacunaciones posteriores deberán aplicarse cada 6 meses. Los becerros que provienen de madres no inmunizadas o que no se sabe si lo están, deben vacunarse a los 45 a 60 días de edad, revacunarse 15 a 30 días después y posteriormente cada 6 meses. El mismo esquema debe aplicarse a los animales adultos. Las vacas gestantes deben vacunarse 3 semanas antes del parto, con revacunaciones posteriores 2 a 3 veces en el año. También se recomienda vacunar a los animales 3 semanas antes de la presentación de los brotes o antes del transporte a grandes distancias. Consérvese en refrigeración entre 2° y 7°C. Quémese el envase una vez usado. Utilice siempre jeringas y agujas esterilizadas por ebullición. Frascos con 50 y 250 ml

DISTEMPER CANINO. Patricio Berríos Etchegaray. 2005

2012-01-20T14:01:00.000-08:00

DISTEMPER CANINO

El distemper canino (DC) también llamado moquillo canino o “hard pad” (cojinetes plantares duros) se admite que se originó en España en el siglo XVIII. Sin embargo, según Charles Federic Hensinger (1853), el DC fue llevado desde Perú a España durante el siglo XVIII. La enfermedad había sido descrita en 1764 por Ulloa en su trabajo “Relación histórica del viaje a América meridional”. En 1760 la enfermedad fue reportada en España, luego en Inglaterra e Italia (1764) y Rusia (1770). En 1763, novecientos perros murieron en un solo día en Madrid. Los últimos brotes de distemper en perros no vacunados han sido descritos en Finlandia (1977), Suiza (1985), Polonia (2002) y Estados Unidos (2004).

En 1844, Karle tuvo éxito en la primera transmisión experimental de la enfermedad mediante el raspado de los labios de cachorros con la descarga de perros enfermos. El agente causal sólo fue descubierto en 1905, fecha en que el virus fue aislado por Henri Carré, de allí el nombre de enfermedad de Carré del DC. Anteriormente el DC fue descrito magistralmente por Edward Jenner en 1809.

Las primeras vacunas que se utilizaron contra el distemper, en 1923, fueron preparadas con material de cerebro de perros muertos y tratadas con formalina (Laidlaw y Dunkin); estas vacunas no protegían contra la infección y tenían dudosos resultados de protección contra la enfermedad. En 1984 se empleó la vacuna contra el sarampión que no impedía la infección con el virus DC pero sí impedía la presentación de la enfermedad. La primera vacuna preparada, en 1945, con virus vivo modificado en hurones, producía la enfermedad y alta mortalidad. Posteriormente, en 1950, se preparó una vacuna en huevos embrionados y en cultivos celulares de embrión de pollo, utilizando las cepas Lederle y Onderstepoort. La cepa Rockborn replicada en cultivos de embrión de pollo producía una buena inmunidad, pero en algunos casos era responsable de encefalitis post vacunal. Las vacunas (Duramune y Vanguard) que utilizaban la cepa Rockborn inducían una mejor respuesta inmune, pero eran responsables de un alto riesgo de enfermedad post vacunal. La vacuna Galaxy que utilizaba la cepa Onderstepoort, inducía una menor respuesta inmune pero una mas baja posibilidad de riesgo de enfermedad post vacunal (Green, 2000). El uso de las vacunas preparadas con virus vivo modificado en la década de los 60 disminuyó la presencia de la enfermedad que, sin embargo, posteriormente reapareció. La última serie de vacunas preparadas en 1987 utilizando un vector recombinante (Recombitek) induce una buena respuesta inmunológica y no presenta riesgo de enfermedad post vacunal.

Agente etiológico

El DC es causado por un morbillivirus de la familia Paramyxoviridae. Se describen varios biotipos del virus DC (VDC) con diferente histotropismo, aunque existe un solo tipo antigénico. Ciertos aislados virales, como las cepas Snyder Hill, A75/17 y R52, son altamente virulentos y neurotrópicos. Las cepas Rockborn y Snyder Hill causan polioencefalomielitis, las otras producen desmielinización Este virus presenta un estrecho parentesco antigénico con los virus del sarampión o rubeola y la peste bovina o rinderpest.

El VDC es muy susceptible al calor y se inactiva por el tratamiento a temperaturas entre 50 y 60º C durante 30 minutos. Es también susceptible a la luz ultravioleta. En tejidos extraídos de perros con DC el virus sobrevive por lo menos una hora a 37º C y tres horas a 20º C o 24º C (temperatura ambiente). En climas tropicales el virus no se mantiene viable en las perreras luego de ser eliminado desde los perros infectados. La supervivencia del virus es mucho mayor a temperaturas frías, sobreviviendo en el ambiente durante semanas a temperaturas de 0º C a 4º C. En el laboratorio en congeladores con temperaturas de -70º C, o -192º C (nitrógeno líquido) se mantiene infectivo durante varios años. La liofilización, obtenida a bajas temperaturas y en alto grado de vacío, es un medio excelente para preservar la estabilidad y por lo tanto la antigenicidad del virus. En cuanto al pH, el virus es estable entre 4,5 y 9,0. El VDC es un virus envuelto y por lo tanto es susceptible al éter y cloroformo, soluciones de formalina diluída (0,5%), fenol (0,75%) y desinfectantes de amonio cuaternario (0,3%).

Especies susceptibles

El VDC afecta principalmente a carnívoros terrestres de las familias Canidae: perros, zorros, lobos, coyotes, chacales; Mustelidae: nutrias, hurones, martas; Procyonidae: coatí y mapache; Hyaenidae: hiena; Felidae: félidos salvajes como leones, tigres, leopardos en cautividad. También afecta a carnívoros marinos como las focas y cetáceos como el delfin. Se han identificado diversos morbillivirus: virus moquillo canino, virus moquillo focino, virus moquillo del delfín, virus moquillo de la marsopa. En el caso específico del virus del moquillo canino éste afectó a focas Baikal en 1980.

En 1997, más de 11.000 focas del Caspio fueron encontradas muertas a lo largo de la costa de Kazakhstan atribuyéndose esta mortandad principalmente al VDC y a altos niveles del insecticida DDT. En 2003 se describe el distemper canino en un tigre de circo (Panthera tigris) que presentaba una sintomatología de encefalitis (incoordinación y ataxia), opacidad corneal inicial y panoftalmitis severa. El diagnóstico se basó en inmunofluorescencia positiva en muestras de orina y conjuntiva. En leones del ecosistema Serengeti-Mara de África del Este, se han descrito epidemias de una enfermedad semejante al distemper canino y asociada con el VDC.

Transmisión

El DC es común en las grandes ciudades donde hay un estrecho contacto entre perros. El VDC es eliminado a los 7 días después de la infección y se puede diseminar en casos extremos durante 60 y 90 días, aunque generalmente los periodos de eliminación son menores. La transmisión ocurre directamente por aerosoles o a través de excreciones oculares y nasales, orina y heces. El virus es muy sensible en el medio ambiente y se inactiva rápidamente por lo que la contaminación indirecta es rara. La persistencia del VDC está asociada con la diseminación de virus no-citolíticos. Los genes NP y M contienen los determinantes de la persistencia viral, generalmente asociada con alteraciones en la gemación. El índice de infecciones es más alto que el de la enfermedad, lo que reflejaría un cierto grado de inmunidad natural o resistencia inducida por vacunación.

Patogénesis

Luego de la infección por inhalación, el VDC se multiplica primariamente en los macrófagos alveolares; entre 24 y 48 horas después, el virus se multiplica en macrófagos de los ganglios bronquiales y tonsilas. El virus se propaga, como consecuencia de la viremia, a todos lo órganos linfoides: bazo, timo, médula ósea y ganglios linfáticos mesentéricos y cervicales. En este estadio de la diseminación viral, si los anticuerpos neutralizantes se sintetizan rápidamente, alcanzando antes de los 10 días post infección, titulos neutralizantes mayores de 100, los síntomas clínicos son leves y el virus prácticamente no se difunde al resto del organismo. Si la respuesta inmune humoral es débil o tardía, el VDC invade todo el organismo, principalmente los epitelios intestinal, urogenital, respiratorio y piel, además de glándulas exocrinas y endocrinas e inclusive el sistema nervioso central (SNC). La replicación viral produce detrucción celular que clínicamente se traduce en vómitos, diarrea, bronquitis, neumonia, dermatitis y alteraciones en el comportamiento. Las manifestaciones neurológicas son: mioclono, espasmos, paresia, hiperestesia cutánea y convulsiones. El daño cerebral conduce a encefalitis precoz o encefalomielitis progresiva con desmielinización y muerte.

Sintomatología

El período de incubación es extremadamente variable, entre 3 y 14 días. Los síntomas clínicos generalmente aparecen a las dos semanas de la infección, dependiendo fundamentalmente de la relación virus- huésped. Se pueden observar desde formas inaparentes hasta sobreagudas. Los primeros signos en aparecer son: conjuntivitis, rinitis serosa y luego mucopurulenta, amigdalitis, traqueítis, tos y bronconeumonia. Los sintomas digestivos iniciales se caracterizan por diarrea y vómitos, adicionalmente con dolor hepático y renal. El animal camina encorvado y se observa caída del tren posterior, además, se aprecian pústulas en la piel del abdomen, hiperqueratosis de los cojinetes plantares (“Hard pad”) y del morro. En la forma aguda de la enfermedad se describe una curva térmica difásica que alcanza su primer máximo entre los 3 y 6 días post infección: el segundo se presenta entre 7 y 10 días después. Leucopenia (linfopenia) acompaña a los primeros síntomas. En las formas subagudas los síntomas respiratorios y digestivos son discretos, observándose entre 14 y 21 días después síntomas nerviosos característicos tales como incoordinación, convulsiones, alteración del carácter, mioclonías, tortícolis, paresia del tren posterior y problemas visuales. Pocos animales escapan a la muerte. Muchos sobrevivientes a esta fase son sacrificados debido a las secuelas que produce la infección.

Diagnóstico

El diagnóstico clínico diferencial es difícil. A nivel de laboratorio se utiliza como muestra de elección el raspado conjuntival para detectar cuerpos de inclusión intranucleares e intracitoplasmáticos. En animal muerto, se utiliza la prueba de inmunofluorescencia directa en cortes de ganglios linfáticos aumentados de volumen, con el fin de detectar antígenos específicos del VDC. También se utilizan pruebas de inmunohistoquímica.

Vacunas y vacunaciones

Los anticuerpos maternos disminuyen con una vida media de 8,4 días. Los anticuerpos generalmente desaparecen entre las 12 y 14 semanas de vida. Las vacunas se aplican entre 6 y 16 semanas de vida en cachorros que recibieron calostro. La inmunidad después de la recuperación de una infección natural o de vacunaciones puede persistir por años.

La estabilidad de las vacunas liofilizadas contra el distemper es de 16 meses entre 0 y 4º C; 7 semanas a 20º C y 7 días con luz solar y a 47º C. La vacuna reconstituída dura 1 hora en refrigeración.

Los esquemas que se aplican son diferentes según sea el riesgo imperante en la ciudad o zona amagada. Considerando que los cachorros no son inmunocompetentes antes de los 2 meses de vida y que los anticuerpos maternos (94% en calostro) duran en el recién nacido aproximadamente entre 8 y 10 semanas, y que entre las 12 y 14 semanas disminuyen a un valor 0, se aconseja el siguiente esquema con vacuna monovalente: 1ª dosis a los 2 ½ -3 meses; 2ª dosis a los 3 ½ -4 meses; 3ª dosis a los 6 meses, si hay un notorio aumento de los casos clínicos. Con vacuna triple (virus distemper, leptospira, y virus hepatitis) o séxtuple (virus distemper, leptospira, virus hepatitis 1 y 2, parvovirus canino tipo 2 y parainfluenza tipo 2) se aconseja aplicar la primera dosis de vacuna parvovirus a los 2 meses; luego a los 2 ½ meses la vacuna séxtuple y a los 4 meses la vacuna séxtuple o la vacuna triple. La vacuna recombinante óctuple se aplica desde las 6 semanas de edad y cada 21 días hasta las 12 semanas (3 dosis) (Berríos y López, 1993).

Distemper en el mundo. Casos relevantes

Distemper canino en focas. En 1997, más de 11.000 focas del Caspio fueron encontradas muertas a lo largo de la costa de Kazakhstan, atribuyéndose esta mortandad principalmente al VDC y a altos niveles del insecticida DDT.

Distemper canino en las Islas Galápagos. Entre febrero y junio de 2001 se presentaron 596 casos de DC en perros, de los cuales 275 murieron por causa de la enfermedad y 294 fueron eutanasiado. Los animales enfermos presentaban enflaquecimiento progresivo, secreciones oculares, salivación profusa, estornudos con secreciones nasales, respiración agitada y con dificultad, temblores musculares en cualquier parte del cuerpo, incoordinación de movimientos, entre otros. Las principales medidas tomadas para evitar que la epidemia se extendiera a mamíferos marinos fueron: prohibición de perros en las calles y cerca de los muelles y playas, aplicación de eutanasia a animales enfermos previa solicitud de sus dueños e incineración de cadáveres. Además se realizó un estudio serológico en lobos marinos de diferentes colonias e islas, sin encontrarse seropositivos contra el VDC. Se concluyó que la mejor solución era realizar una campaña masiva de vacunación para disminuir el riesgo de contagio a lobos marinos.

Distemper canino en leones y tigres. En 2003 se describe el distemper canino en un tigre (Panthera tigris) de circo que presentaba síntomas de encefalitis (incoordinación y ataxia), opacidad corneal inicial y panoftalmitis severa. El diagnóstico se basó en inmunofluoresencia positiva en muestras de orina y conjuntiva. En leones (Panthera leo) del ecosistema Serengeti-Mara de África del Este se han descrito epidemias de una enfermedad semejante al distemper canino y asociada con el VDC. Entre 2003 y 2004 murieron 1.000 leones de un total de 3.000 de un parque en Serengeti, Tanzania; en un león enfermo que sufría de ataques epileptiformes se observó salivación excesiva, mandíbulas contraídas, expresión facial alterada con pupilas contraídas y luego dilatadas; los leones enfermos no podían comer ni cazar por lo que eran víctimas de depredadores. Estudios realizados con PCR demostraron que el virus aislado tenía una estrecha relación filogenética con el VDC. Otros animales afectados fueron chitas (Acinonyx jubatus) y perros salvajes africanos (Lycaon pictus). Anteriormente, entre 1991 y 1992, en un parque de vida silvestre de san Fernando, California USA, se enfermaron de distemper, además de leones y tigres, leopardos (Panthera pardus) y jaguares (Panthera onca), animales que presentaban anorexia, enfermedad gastrointestinal o respiratoria y convulsiones, muriendo 17 de ellos. La tipificación del virus aislado se realizó mediante anticuerpos monoclonales contra el VDC; el diagnóstico se corroboró mediante la detección de anticuerpos seroneutralizantes específicos.

Distemper en perros en Chicago, Estados Unidos 2004. Se describe un brote de distemper canino en perros de la ciudad de Chicago, probablemente no vacunados.

Distemper en mapaches en Medford y Ashland, Oregon, Estados Unidos 2005. Se describen casos de distemper canino en mapaches (Procyon lotor) que presentan exudado nasal u ocular, andan desorientados y desinteresados en tomar agua y alimentos. El distemper sería cíclico y ocurriría cuando las poblaciones de mapaches invaden las ciudades. En 1992 también se presentó la enfermedad matando a un cierto número de mapaches. En estas circunstancias los zorrillos o mofetas fueron reubicados con el fin de no sacrificarlos.

Situación en Chile

En Chile se ha detectado el DC desde hace muchos años, principalmente a través de diagnóstico clínico y anatomopatológico, y ocasionalmente por inmunofluorescencia. Según Navarro (2004), el virus distemper es el virus más conocido que afecta a los pequeños animales. Se trata de una enfermedad infecciosa de alta prevalencia en nuestro país, lo que se ha corroborado en un estudio en desarrollo sobre vigilancia epidemiológica de las principales enfermedades de caninos en Chile (910 casos notificados entre enero 2004 y diciembre 2005; Sistema de Vigilancia de Enfermedades Infecciosas en Mascotas de Santiago, www.vigivet.com).

Sólo en 1994 se informó del aislamiento del virus en cultivos celulares de riñón de perro (MDCK) inoculados con secreción nasal, ocular y traqueal provenientes de un cachorro con signos respiratorios, disnea respiratoria y estertores bronquiales. El animal enfermo presentaba además signos nerviosos con mioclonía unilateral, movimientos masticatorios involuntarios y paresia ascendente del tren posterior. El diagnóstico se corroboró por microscopía electrónica y estudios histopatológicos que demostraron la presencia de cuerpos de inclusión acidófilos intracitoplasmáticos (Cerda et al., 1994).

En un estudio sobre epilepsia epizoótica canina en que se analizaron 50 casos atendidos en el policlínico de animales menores de la Escuela de Medicina Veterinaria de la Universidad de Chile, entre julio de 1966 y agosto de 1968, los animales presentaban crisis episódicas de tipo epiléptico caracterizadas por crisis de huida, furor o espanto, con pérdida de conciencia, sin manifestaciones convulsivas de pequeño o gran mal, y con o sin relajación de esfínteres. De acuerdo al análisis de los resultados se plantearon tres hipótesis sobre su etiología: a) Una nueva forma clínica de las entidades del complejo distemper, b) Una mutante del virus distemper sin inmunidad cruzada, y c) Una nueva enfermedad, de naturaleza contagiosa, de carácter encefalotropo, posiblemente de origen viral (Román et al, 1968).

En perros provenientes de la Región Metropolitana se detectó la presencia de Mycoplasma sp en procesos broncopulmonares recidivantes en animales afectados de distemper canino (Abalos y Berríos, 1980).

Ernst et al. (1987) plantean que variables climáticas explican un 12,11% de la variabilidad de la prevalencia de distemper, especialmente influídos por los parámetros climatológicos de temperatura y humedad.

Al analizar los registros clínicos, entre 1975 y 1984, de la Clínica de Pequeños Animales del Hospital Veterinario de la Universidad Austral de Chile en Valdivia, se identificaron casos clínicos de distemper y hepatitis infecciosa canina, encontrándose que los perros menores de 1 año tenían un alto riesgo de contraer ambas enfermedades. Además, las razasmixtas (mongrel) presentaron un mayor riesgo de contraer distemper (Ernst et al., 1987).

En un estudio realizado en un total de 535 fichas con diagnóstico de distemper, en base a la presencia de síntomas multisistémicos como alteraciones neurológicas, fiebre, signos respiratorios, signos gastroentéricos, hiperqueratosis y otros, en animales atendidos en el servicio de clínica menor de la Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias, Universidad de Chile, entre mayo de 1975 y septiembre de 1991, se encontró un mayor porcentaje de machos (72,15%) que de hembras (27,85%) y un mayor porcentaje de animales mestizos (84,67%) en relación a caninos finos (15,35), y una altísima proporción de consultas en animales menores de 1 año (83,55%). La supervivencia por distemper canino en el conjunto total de animales, mostró una marcada mortalidad entre el día 1 y día 50. Sin embargo, la prueba log-rango demostró que no había diferencias significativas entre edades, sexo, razas ni estaciones (Morales et al., 1997).

Cerda y Quinteros (1995), luego de inocular un aislado nacional semejante al virus distemper canino en hembras de ratones Balb-C de 8 semanas de edad y al 5º día de ser cubiertas, concluyeron que el aislado era un buen inmunógeno, comparable con las cepas vacunales y con la ventaja de ser una cepa nativa actuante en el medio nacional. Los autores consideran que el período ideal de vacunación sería a partir de los 3 meses de edad en caninos, encontrándose que el máximo nivel de anticuerpos se obtiene a los 30 días post inoculación. No se presentaron abortos inducidos por el virus en el primer tercio de gestación, ni malformaciones del sistema nervioso central en las crías nacidas en este período (Cerda y Quinteros, 1995).

Utilizando un aislado nacional, se determinó en forma comparativa la capacidad inmunogénica de vacunas comerciales contra el distemper canino, para ello se trabajó con un universo de 40 caninos de 45 días a 10 años de edad, los que se sometieron a tres programas de inmunización: Primer programa, vacunaciones a los 45, 55, 65 y 75 días con revacunación al año de edad; segundo programa, vacunaciones a los 30, 90 y 100 días con revacunaciones al año de edad; tercer programa, vacunaciones a los 45 y 150 días con revacunaciones hasta los 6 meses de edad. Los resultados obtenidos indican que la respuesta inmune es variable dependiendo de las condiciones de estrés y edad de vacunación, encontrándose que frente a situaciones de confinamiento, los mayores títulos de anticuerpos se obtuvieron con el primer programa. En mascotas no confinadas se encontró una mayor seroconversión al aplicar el tercer programa. Se señala que los animales bajo la administración de corticosteroides por períodos prolongados presentan una ausencia total de títulos séricos protectivos. En aquellos animales provenientes de madres con altos títulos de anticuerpos y que son vacunados tempranamente, se detectó una notoria neutralización de los anticuerpos maternos. En este trabajo se concluyó que para lograr un mayor nivel inmunitario pasivo en los cachorros, es necesario vacunar a las hembras al inicio del celo. Además se establece que se alcanzan niveles protectivos a partir del primer año de edad, los que permanecen estables en el tiempo sometiendo a los perros a revacunaciones bianuales. Los animales mayores de 10 años mostraron un descenso en el nivel de anticuerpos específicos (Cerda y Quinteros, 1996).

En 2002, Navarro et al., informaron del aislamiento de una cepa viral diagnosticada como virus distemper canino mediante inmunofluorescencia. La muestra había sido obtenida desde tejido nervioso de un perro adulto con síntomas nerviosos.

En 2003 ocurrió un posible caso de distemper canino en el Parque Nacional Fray Jorge (Limarí, Ovalle) IV Región, donde se detectaron perros y zorros con síntomas de esta enfermedad. En 2 de 5 zorros chilla (Pseudalopex griseus) se observó sintomatología nerviosa tipo convulsiones antes de su muerte. En un animal moribundo se detectó deshidratación, desorientación, salivación y mioclonías generalizadas. Otros ejemplares presentaban secreción ocular purulenta, ataxia, emaciación, mioclonías y tremores. El examen histopatológico reveló en pulmón neumonitis, en bazo depleción linfocitaria, en riñón túbulonefrosis leve y en vejiga y pulmón cuerpos de inclusión eosinífilicos intracitoplasmáticos. El examen citológico de frotis conjuntival fue positivo a cuerpos de inclusión de distemper canino apreciándose células con inclusiones eosinofílicas intracitoplasmáticas. La determinación de anticuerpos contra el virus distemper canino (IgG) reveló un título de 160 y 640 en dos muestras aanalizadas. El título seroneutralizante para el virus distemper canino fue de 1024. Los examenes para Leptospira, Ehrlichia y rabia fueron negativos. Según los autores, el evento correspondió a un brote de distemper canino con características epidémicas en las poblaciones de zorros silvestres, el que podría tener una asociación causal con la existencia de mustélidos nativos en Fray Jorge tales como chingues (Conepatus chinga) y quiques (Galictis cuja) especies susceptibles al virus distemper canino, especialmente el chingue (Moreira y Stutzin, 2005).

DISTEMPER CANINO ¿REEMERGENCIA O NEGLIGENCIA? Pablo Céspedes et al. TecnoVet 2(3): 34 - 39, 2010.

2012-01-20T13:20:00.000-08:00

DISTEMPER CANINO ¿REEMERGENCIA O NEGLIGENCIA? Pablo Céspedes et al.
TecnoVet 2(3): 34 - 39, 2010

El distemper canino es una enfermedad grave y altamente contagiosa que afecta, entre otros, el sistema gastrointestinal, respiratorio y nervioso de cánidos, grandes felinos y pinnípedos principalmente. El contagio ocurre por la existencia de animales que están infectados y que eliminan constantemente al ambiente partículas virales a través de todo tipo de secreciones, exudados y fluídos. Este trabajo se referirá exclusivamente al proceso viral en caninos y asu tradicional y discutido control de la enfermedad, la que se ha basado principalmente en vacunas preparadas con virus vivo modificado (VVM) desde los años 50 y que, sin embargo, en estos últimos años ha aumentado el número de infectados a pesar de ser vacunados. No obstante, los perros que corren mayor riesgo son los que no han sido vacunados contra la enfermedad y los cachorros menores de 4 meses. En consideración a lo anterior es que surgen dos hipótesis acerca de las posibles causas que estén provocando este notorio y preocupante aumento de infección en animales vacunados; una hipótesis sería el mal manejo del protocolo de vacunación contra el distemper canino, y la otra, es la posibilidad de la variación genética del virus en los últimos años y que no sea concordante con la cepa modificada en la vacuna, siendo insuficiente para la neutralización del virus ¿Qué está sucediendo?...

En todo el mundo, la enfermedad causada por el virus distemper canino (VDC) ha sido conocida por siglos y sigue siendo una de las importantes enfermedades contagiosas tanto en los perros como en otros carnívoros. En el perro, los cuadros clínicos pueden variar desde presentaciones sistémicas agudas a crónicas con una alta tasa de mortalidad. Asimismo, se han observado fluctuaciones temporales de la prevalencia de la enfermedad, observándose un incremento en su frecuencia durante la temporada fría. Se sabe que existe una correlación de susceptibilidad a la infección con la edad del cachorro debido a una declinación en la inmunidad materna hacia los 2 meses de edad, período en que están protegidos con una inmunidad pasiva. Así, los primeros signos de la presentación pulmonar son la inflamación serosa de bronquos y laringe, fiebre oscilante, decaimiento, tonsilitis y tos. Luego, bronquitis o bronconeumonia catarra y en ocasiones, pleuritis. Los signos gastrointestinales comprenden vómitos y diarrea grave. Cuando la enfermedad se hace sistémica, algunos perros desarrollan signos neurológicos después de la enfermedad sistémica. Dependiendo de la cepa viral, estos signos pueden relacionarse con la enfermedad aguda (ataques y mioclonía con depresión e hiperestesia) o con la enfermedad subaguda (incoordinación, paresia, ataxia, parálisis y temblores musculares).

Existe una variedad de signos clínicos que no se asocian con una etapa única de la infección del Sistema Nervioso Central (SNC) y la característica de aguda, subaguda y crónica tiene relación con las características histopatológicas de SNC. La zona del SNC afectada tiene relación con los signos, pudiendo existir cuadros agudos muy diseminados en el SNC, con infección asociada de cerebelo y signos de ataxia-incoordinación. Los signos meníngeos de hiperestesia y rigidez cervical pueden ser observados en ambas. Las lesiones de retina y la neuritis óptica en perros infectados con VDC son frecuentes. La mayoría de las cepas virales producen hiperqueratosis de la almohadilla plantar y de la nariz. La encefalitis postvacunal generalmente provoca signos nerviosos como cambios en el comportamiento, ataques, y amaurosis o ceguera de origen neurológico, alrededor de 1 a 2 semanas posteriores a la inmunización con una alta tasa de mortalidad.

La vía aerógena, ocular, respiratoria-oral a través de aerosoles y fomites son las principales vías de ingreso del virus, y por las cuales alcanzan superficies mucosas donde establece la primera interacción con el sistema inmune del hospedero, mediante la infección temprana de linfocitos locales y células mononucleares CD150. Se puede observar un período de incubación entre 1 y 4 semanas o más. El inicio de la propagación del virus en el organismo está asociado con fiebre transitoria que puede presentar un peak entre los 3 y 6 días post infección. Posteriormente, entre días 6 y 9 post infección, el VDC se propaga a más órganos mediante viremia afectando a las células epiteliales. En esta etapa, la virulencia de la cepa, la edad y el estado inmune del animal definen el resultado de la infección y la severidad de los signos. Así, el virus es eliminado de los tejidos si el animal desarrolla una eficiente respuesta inmune recuperándose completamente de su infección. En cambio, si el perro desarrolla una respuesta inmune débil, el virus desarrolla una infección epiteliopantrópica que se extiene al SNC.

El virus
El VCD pertenece al género Morbillivirus de la familia Paramixoviridae, que incluye al virus del sarampión (VS), virus distemper focino (VDF o de los pinnípedos) y virus de la peste bovina (VPB), los cuales son patógenos virales altamente contagiosos. Su genoma está constituído por ácido ribonucleico (ARN) no segmentado de hebra simple y sentido de codificación negativo, formado por aproximadamente 15,7 kb que incluyen seis genes. En dirección 5'-3' codifica siete proteínas: la proteína de la nucleocápside (gen N; 1,5 kb), la fosfoproteína (gen P; que con un largo total de 1,5 kb codifica en las primeras 500 a 1000 bases de su extremo 3' el gen C y el gen V de las proteínas C y V, respectivamente), la proteína de la matriz (gen M; de 1 kb), la proteína de fusión (gen F; de 1,9 kb), la hemaglutinina (gen H; de 1,8 kb) y la polimerasa grande (gen L; de 6,5 kb). Las proteínas estructurales corresponden a las proteínas de matriz, de la nucleocápside, la polimerasa, la fosfoproteína y las glicoiproteínas de envoltura: hemaglutinina y de fusión. Estas últimas son las encargadas del reconocimiento e ingreso del virus a la célula blanco, siendo el principal objetivo de los anticuerpos neutralizantes sintetizados por el sitema inmune del hospedero. La más alta variación ha sido encontrada en la proteína H, por ende, es la más apropiada para ser estudiada para la detección de cambios genéticos del virus. Actualmente ha sido posible4 identificar a los menos seis genotipos de VDC, denominados Asia-1, Asia-2, Europeo, Ártico, Americano y Americano.2 con una variación promedio de 10% en la composición del gen H. A raíz de lo planteado anteriormente, surgen dos hipótesis acerca de las posibles causas que estén provocando que animales vacunados presenten la enfermedad

Hipótesis
Una primera hipótesis plantea el mal diseño del protocolo de vacunación. Se sabe que uno de los desafíos más grandes y habituales en la práctica clínica es proveer una inmunidad adecuada a los animales que se presentan a diario en los consultorios, con el menor riesgo de inducir problemas a consecuencia de la vacunación. Por otra parte, una característica del VDC es el daño a la inmunidad innata y adaptativa desde momentos iniciales del cuadro infeccioso debido a un alto linfotropismo y a su capacidad de general mal funcionamiento en células inmunes, explicado por complejas interacciones entre las proteínas virales y elementos propios de de cada vía de señalización, lo cual limita el desarrollo de una respuesta antiviral efectiva y en perfecto equilibrio con una respuesta a nivel de mucosas. Considerando esta diferenciación funcional, una estrategia de vacunación óptima debe ser capaz de estimular ambas respuestas, de forma sólida y equilibrada, además de prevenir la enfermedad desde la exposición al patógeno, evitando el desarrollo de inmunosupresión y de cuadros patológicos de elevada letalidad.

La inmunización mediante vacunación controlada es la única forme efectiva de profilaxis para el VDC actualmente y el uso de vacunas preparadas con virus vivo modificado (VVM) induce una inmunidad duradera que ha permitido tener la enfermedad bajo control en los últimos 35 años. Sin embargo, últimamente han aparecido brotes de enfermedad en algunos países (incluído Chile) en animales vacunados, incluso se han publicado algunos informes sobre probables efectos indeseados a consecuencia de la vacunación. La mayor parte de las vacunas disponibles actualmente son producidas por adaptación del virus en células aviares o cultivos celulares caninos. Este tipo de vacunas es muy efectivo al general una inmunidad no menor a un año hasta varios años en la mayoría de los perros. Pero existen pequeñas desventajas en cada vacuna: las cepas virales adaptadas a células caninas inmunizan al 100% de los perros susceptibles, pero esporádicamente pueden producir encefalitis postvacunal. Al contrario, las cepas virales adaptadas aviares son más seguras para caninos, si bien la respuesta inmune aparece 2 a 3 días después que la producida por vacunas adaptadas a células caninas y, además, poseen la desventaja de que no todos los perros susceptibles son protegidos. Es más, cualquier vacuna del tipo modificado puede ser fatal para otros animales salvajes y de zoológico (por ejemplo, panda rojos o hurones de patas negras), para estas especies deben utilizarse vacunas recombinantes, pues el virus inactivado es muy pobre inductor de inmunidad.

Considerando la limitada protección de las vacunas polivalentes y el riesgo de encefalitis postvacunal propia de ellas es importante desarrollar vacunas recombinantes. asimismo, prescindir de virus atenuados para vacunas contra VDC es un objetivo que también debe plantearse para prevenir la enfermedad en poblaciones de caninos dométicos, especialmente si se desea aplicar programas de vacunación sobre la base de vacunas recombinantes con el fin de erradicar el virus de zonas geográficas de interés para la preservación de vida silvestre.

El usom de las vacunas preparadas con virus vivo modificado en la década de los 60 disminuyó la presencia del DC que, sin embargo, posteriormente reapareció. La última serie de vacunas preparadas en 1997 utilizando un vector recombinante (Recombitek) induce una buena respuesta inmunológica y no presenta riesgo de enfermedad postvacunal. Los esquemas de vacunación que se aplñican son diferentes según sea el riesgo imperante en la ciudad o zona amagada. Considerando que los cachorros no son inmunocompetentes antes de los 2 meses de vida y que los anticuerpos maternos (94% en calostro) duran en el recién nacido aproximadamente entre 8 y 10 semanas, y que entre los 12 y 14 semanas disminuyen a un valo cero, se aconseja el siguiente esquema para vacuna séxtuple (virus distemper canino, leptospira, virus hepatitis 1 y 2, parvovirus canino tipo 2 y parainfluenza canina tipo 2):

- 1ª dosis de vacuna séxtuple a los 2 meses
- 2ª dosis de vacuna séxtuple a los 3 meses
- 3ª dosis de vacuna séxtúple a los 4 meses

Algunos ejemplos de vacunas que se ofrecen en el comercio en Chile:

- Canigen MHA2PPi/L: vacuna a virus vivo atenuado, que contiene 5 antígenos que protegen contra enfermedades virales y bacterianas, confiriendo una protección equivalente a la desarrollada por vacunas individuales; se usa para la prevención de: distemper canino (cepa Ondertepoort), hepatitis infecciosa canina, parvovirus canino, parainfluenza canina y leptospirosis canina.

- Nobivac (R) DHPP + L: vacuna combinada a virus vivo modificado contra el virus del distemper canino (cepa Onderstepoort), adenovirus canino tipo 1 y 2, parvovirus canino, virus de parainfluenza canina y bacterina leptospira.

- Nobivac (R) Puppy DP: vacuna combinada a virus vivo modificado contra distemper (cepa Onderstepoort) y parvoviruas canino.

- Nobivac (R) DHPP: vacuna combinada a virus vivo modificado contra distemper canino (cepa Onderstepoort), adenovirus canino tipo 1 y 2, parvovirus canino y virus parainfluenza canina.

Un dato importante lo constituye el componente distemper de Nobivac Puppy DP (cepa Oderstepoort), pues si bien contiene un título viral 100 veces mayor que cualquier vacuna para primera vacunación, tiene inconvenientes como la generación de encefalitis postvacunal y la posibilidad de generar inmunosupresión, además de consumir los anticuerpos maternales.

Asimismo se debe considerar el momento de vacunar,, algunas características del animal por inmunizar, como la edad, pues es importante para definir el tipo de vacuina a utilizar. Antes de ls 8 semanas, están indicadas sólo las vacunas monovalentes, por la posibilidad de las polivalentes de inducir inmunosupreión y efectos colaterales. Tambien se debe considerar el estado sanitario del animal, pues únicamente deberían ser vacunados animales en perfectas condiciones de salud, por la posibilidad de inducir reacciones adversas en animales inmunodeprimidos con la vacuna VVM. Finalmente se debe considerar la raza del animal, pues hay algunas de ellas en que se ha mostrado que son menos hábiles para desarrollar inmunidad, sobretodo en cachorros. El algunas líneas de Rottweiler, doberman y Labrador han aparecido ejemplares difíceles de inmunizar, probablemente por inmadurez de su sistema inmunológico.

¿Cómo deben aplicarse las vacunas? se debe respetar la vía de aplicación y seguir las instrucciones de almacenamiento (cadena de frío) recomendada por fabricante en el rotulado. Es conveniente utilizar para cada vacuna una jeringa y aguja nueva. Cualquier cambio en el proceso de fabricación, por mínimo que pudiera parecer, podría traducirse en una modificación sustancial de la eficacia del producto final. Si no se tiene el proceso bien estandarizado, podrían existir variaciones entre las diferentes partidas del mismo producto. Una buena idea es suplementar la dieta con vitamina C y zinc, pues ésta promueve una excelente inmunidad adaptativa. Esta dieta debe comenzar al menos una semana después de la administración de las vacunas.

Entonces, las fallas de la vacuna pueden tener dos componentes: Relacionados al animal: principalmente al nivel de anticuerpos y falta de maduración del sistema inmune del animal, como por ejemplo presencia de anticuerpos maternos adquiridos pasivamente presentes aún al momento de la última vacunación, animales inmunodeprimidos, inhabilidad genética de algunos animales de responder a ciertos antígenos vacunales o reacciones adversas. Relacionados a ala vacuna: insuficientes revacunaciones o sin la periodicidad adecuada, que sea poco inmunogénica, falla de algunos componente en el caso e la vacuna polivalente, algunos lotes inefectivos, transporte inadecuado o mala conservación del producto.

La otra hipótesis apunta a un cambio en el genoma del VDC: Variación del gen de la hemoaglutinina. Otra posible causa ante la presentación de la enfermedad del VDC en animales vacunados, es la eventual variación genética del virus en los últimos años. Al existir esta variación, puede ocirrir que la cepa inactivada en la vacuna no sea concordante con la cepa viral, y por lo tanto los anticuerpos obtenidos por la cepa vacunal no son suficientes para la neutralización del virus de campo.

Se han realizado variados análisis en diferentes partes del mundo que comprueban diferencias significativas genéticas entre aislados clínicos y cepas utilizadas en vacunas comerciales: Synderhill, Onderstepoort, Rockborn, Convac y Lederle. Dichos estudios han identificado 6 genotipos con una variación promedio de un 10% en la composición del gen H, diferencia que determina la cantidad y ubicación de sitios de glicolización de la henmoaglutinina y, de esta forma, la fuerza de interacción con los receptores celulares, la extensión de la propagación viral y la virulencia de este Morbillivirus.

La proteína H es en parte responsable del reconocimiento, unión e ingreso del virión a la célula blanco y constituye el blanco de los anticuerpos neutralizantes. La variación del gen H ha sido informada mediante la técnica de Elisa donde se ha encontrado que existen diferencias en ensayos de seroneuralización cruzada entre los sueros de perros experimentalmente infectados con la cepa Oderstepoort (antigua) y los aislados de campo (nuevas). En Japón también se ha comprobado que de cuatro anticuerpos obtenidos a partir de la vacunación con la cepa "antigua", sólo tres reaccionaron en forma efectiva ante la cepa nueva. Además, se ha demostrado que los sitios de glicolización, han aumentado en las nuevas variantes.

¿Qué información hay en Chile al respecto? Hace algunos años atrás, un aislado viral nacional semejante al VDC inoculado en hembras retones BALÑB/C comprobó ser un buen inmunógeno. Lamentablemente, a la fecha no existen estudios filogenéticos en chile que permitan desarrollar prototipos de vacunas que consideren las variantes antigénicas circulantes en el país, especialmente de los antígenos más conservados entre ellos. Esto último limita a los médicos veterinarios a utilizar vacunas recombinantes diseñadas con material genético de cepas extranjeras que no constituirían los prototipos adecuados para erradicar la enfermedad.

raiz de los antecdenets presentados es de gran utilidad la caracterización de las variaciones exsitentes en aislados nacionales del VDC que den pie a la creación vde una vacuna nacional que permita un mejor control de este virus. Una de las estrategias utilizadas para estudiar el gen H ha involucrado el uso de las enzimas de restricción Fba 1 y Nde I.

Para la obtención de la información genética se utiliza la técnica de RT-PCR y posteriormente los productos son digeridos con las endonucleasas mencionadas. Así, el fragmento de ADN obtenido del RT-PCR de un tamaño original de 2599 pb es escindido en un sitio, generándose dos fragmentos de ADN (188 y 243 pb) en las cepas "nuevas" o bien tres fragmentos de ADN (1888, 543 y 188 pb) en las cepas "antiguas". Al digerir con Nde I se esera obtener tres fragmentos de ADN (1576, 294, y 749 pb) en las "cepas nuevas" o un fragmento de ADN de 2599 pb en las "cepas antiguas" (es decir, la enzima no encontró ningun sitio de corte). Así, el aumento en el número de fragmentos de ADN que se obtienen en las "cepas nuevas" podría estar relacionado con un aumento o disminución de sitios de unión para posibles anticuerpos y así, al vacunar con la "cepa antigua" el animal podría infectarse con la "cepa nueva", ya que elos anticuerpos necesarios no serían suficientes para neutralizar el virus.

Comentario final. Actualmente en varios países, se han descrito brotes de DC que incluyen perros previamente vacunados. La secuencia de nucleótidos y el análisi filogenético de aislados de VDC provenientes de animales naturalmente infectados han suguerido la diversidad genética de VDC circulantes. Por esta razón y sumado al gran potencial epidéico del VDC, resulta de suma importancia evaluar las posibles causas por las cuales la población canina está respondiendo de forma refractaria a las medidas profilácticas y contra e la enfermedad.

Por un lado, a lo largo de los años se ha incrementado la preocupación por los animales en lo que se refiere a las mascotas, por lo cual día tras día son más los perros que llegan hasta las clínicas veterinarias para ser vacunados, pero se debe preguntar si los protocolos de vacunación están siendo los correctos. Asimismo, tambiés es cuestionable si los medios de adquisisción de la vacuna son los más apropiados (mantenimiento de cadena de frío). Por otro lado, es importante considerar que las cepas de las vacunas con las cuales se vacuna hoy a la población canina no son locales ni actuales lo que deja sin considerar la posibilidad de variaciones geográfico-temporales.

Interesante de consultar:

-Berríos, P.; Durán C. Principales enfermedades virales de los caninos. Situación en Chile (en línea) Monogr. Electron. Patol. Vet, 2005; 2(2): 68-93, http/www.patologiaveterinaria.cl/Monografias/MEPAVET2 2005/html/Mepavet11.htm//_Toc 124680431> (consulta: 5 diciembre 2010).

-Cerda, L, Mathieu C, Quinteros G. 1994 Primer aislamiento de virus distemper canino en Chile XIV Congreso Panmericano de Ciencias Veterinarias, Acapulco, México.

-Cerda, L.; Quinteros G. 1996. estudio de la actividad inmunogénica del canino frente a vacunas comerciales antidistemper. XV Congreso Panamericano de Ciencias Veterinarias, 1996, Campo Grande, Brasil.

-Céspedes, Pf.; Crus P.; Navarro C. 2010. Modulación de la respuesta inmune durante la infección por virus distemper canino: implicancias terapéuticas y en el desarrollo de vacunas. Arch. Med. Vet (42): 15-28.

-Iwatsuki K.; Miyashita N.; Yashida E.; Gemma T.; Shin Y.; Hirayama N.; Kai, C., Mikami, T. 1997. Molecular and philogenetic analysis of the hemaglutinin (H) proteins of field isolates of canine distemper virus from naturally infected dogs. J. Gen. Virol 78: 373-380.

-Martella V, Elia G. Buonavoglia C. Canine Distemper Virus. Vet Clin small Anim. 38(2008): 787-797, 2008.

-Mochizuki. M.; Hashimoto, M.; Hagiwagra S.; Yoshida Y.; Ishiguro, S. 1999. Genotypes of canine distemper virus determined by analysis of the hemaggglutinin geness o f recent isolates from dogs in Japan. J Clin Microbiol 37:2936-2942.

- SAG (Chile. Medicamentos Veterinarios von venta bajo receta retenida. santiago. Chile 2010. 1p.

-Uema M.; Ohashi K.; Wakasa C.; Kai, C. 2005. Philogenetic and restrition fragment lenght, polymorphism analysis of hemagglutinin (H) protein of canine distemper virus isolates from domestic dogs in Japan. Virus Res. 109(1): 59 - 63.

INFLUENZA EQUINA. AISLAMIENTO DEL VIRUS A/equi/2 (H3N8). P. Berríos

2012-01-14T06:19:00.000-08:00

Influenza equina. Aislamiento del virus A/EQUI/2 (H3 N8)

Patricio (MV) Berríos E.¹

DOI: 10.5354/0716-260X.1986.10388

1 Departamento de Salud e Higiene Pecuaria. Facultad de Ciencias Veterinarias. Universidad de Chile

Resumen

Abstract

A/equi/2 virus (H3 N8) was isolated, for the first time in Chile, from horses with respiratory symptomatology. Viral diagnosis was based on the detection of hemagglutina tinq particles in alantoíc fluid of embrionated chícken eggs, inoculated with samples obtained from sick horses. Typification was based on the specific inhibidon of hemagglutínation with an A/equi/2 antiserum and by serumconversion determined in 13 paired serum samples Further studíes are going along.

[Contenido]

En diciembre de 1985 se presentó un cuadro clínico gripal en equinos del Area Metropolitana, el que se extendió posteriormente a otras zonas del país. La sintomatología clínica se caracterizó principalmente por decaimiento, presencia de exudado nasal, alza térmica y tos; su duración, sin complicaciones, fue aproximadamente de 4 a 6 días.

Las muestras de mucus, obtenidas con una sonda de plástico de uso uterino, fueron diluídas en Salina 'A' de Puck, centrifugadas y tratadas con antibióticos. La suspensión se inoculó en el saco alantoídeo de huevos embrionados de gallina de 8 días de incubación. El líquido alantoídeo, recolectado 5 días después de la inoculación, aglutinó eritrocitos de gallona al 10%, propiedad que fue inhibida por un suero anti virus influenza equina A/equi/2/Miami/63 en la prueba de inhibición de la hemoaglutinación (IHA) (Celedón y Cols., 1982), determinándose de esta manera que el aislado viral correspondía al serotipo A/equi/2, denominado actualmente H3 N8.

La tipificación serológica fue confirmada mediante seroconversión en 13 muestras pareadas de sueros obtenidos de equinos durante el brote de enfermedad respiratoria gripal y 21 días después. Se determinó un alza diagnóstica en la prueba de IHA al detectarse títulos de anticuerpos específicos para el serotipo A/equi/2, los que fluctuaron entre 32 y 256, no encontrándose títulos significativos (

El serotipo A/equi/2 no ha sido detectado anteriormente en el país, sin embargo, es preciso indicar que en 1963 se presentó un brote de influenza equina en Santiago y Concepción, que afectó a animales menores de un año y cuyo agente etiológico no fue identificado (Fuschlocher y Cols., 1963). Los actuales antecedentes permiten suponer que el agente causal pudo ser el serotipo A/equi/2 que en el mismo año fue identificado en Miami, Brasil y Uruguay.

Con respecto al serotipo A/equi/1 (H7 N7), éste fue aislado e identificado en Chile en 1977, de muestras provenientes de equinos que presentaban un fuerte cuadro gripal (Casanova y Cols., 1977, Muñoz y Cols., 1979).

La caracterización de la cepa del virus influenza equina, denominada A/equi/2/Santiago/85, se encuentra en desarrollo.

Referencias

CASANOVA, A., I. MARTINEZ, M. ROMAN. Aislamiento y tipificación del virus de la influenza equina en Chile. Arch. Med. Vet. 9:91 - 93, 1977.

CELEDON M., P. BERRIOS, L. IBARRA, M. PINTO, S. RAMIREZ. Inhibición de la hemoaglutinación. Comparación de macro y micrométodo. (Virus de la enfermedad de Newcastle e influenza equina, ZentraIbl. Veterinaermed. B 29: 51 - 56, 1982.

FUSCHLOCHER, F., L. ZURITA, G. LATORRE, 1. PALAVICINO. Influenza equina en la provincia de Santiago, In: V Convención Nac. de Med. Vet. Boletín Valdivia, 1963. PP. 40-46.

MUÑOZ, V., M. VICENTE, E. AGUILERA, P. BERRIOS. Brote de influenza equina en Chile. Bol. Of. Sanit. Panam. 86: 334 - 345, 1982.

CARACTERIZACIÓN DEL VIRUS INFLUENZA EQUINO CEPAS A/EQUI/1/SANTIAGO 77 (H7N7) Y A/EQUI/2/SANTIAGO 85 (H3N8). MO Celedón, L. Palominos, M Santibáñez y P Berríos 1993

2012-01-14T05:45:00.000-08:00

Caracterización del virus influenza equina cepas A/equi/1/Santiago 77 (h7n7) y A/equi/2/Santiago 85 (H3N8)

DOI: 10.5354/0716-260X.1993.6122

1 Virología. Departamento de Medicina Preventiva Animal. Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias. Universidad de Chile, 2 Virología. Departamento de Medicina Preventiva Animal. Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias. Universidad de Chile, 3 Virología. Departamento de Medicina Preventiva Animal. Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias. Universidad de Chile, 4 Virología. Departamento de Medicina Preventiva Animal. Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias. Universidad de Chile

Resumen

Se investigaron las principales características morfológicas, físicas, bioquímicas, serológicas y culturales de dos aislados nacionales del virus influenza equina, cepas A/equi/1/Santiago 77 (H7N7) y A/equi/2/Santiago 85 (H3N8).

Ambas cepas presentaron un marcado pleomorfismo, con un diámetro entre 80 y 120 nm. Fueron sensibles a la acción de solventes lipídicos, temperatura de 5º C por 30 minutos y pH 3,0; el pH 9,0 no las afectó. antisueros homólogos, de referencia y nacionales, inhibieron la capacidad hemoaglutinante de ambas cepas, lo que no ocurrió en la reacción heteróloga. Las dos cepas produjeron efecto de hemoadsorción y de desprendimiento celular en cultivos celulares primarios de riñón fetal ovino y de fibroblastos de embrión de pollo y en las líneas celulares de riñón fetal bovino (MDBK) y de riñón fetal equino. Este efecto fue neutralizado, en las células MDBK, por antisueros homólogos y no por los heterólogos.

Se concluye que ambas cepas virales, tipificadas como A/equi/l/Santiago 77 (H7N7) y A/equi/2/Santiago 85 (H3N8), presentan las características morfológicas, físicas, bioquímicas, serológicas y culturales descritas para la familia Orthomyxoviridae género Influenza.

Palabras claves: Virus, influenza equina, equinos.

Abstract

The main characteristics of two Chilean strains of equine influenza virus A/equi/1/Santiago/77 (H7N7) and A/equi/2/Santiago/85 (H3N8) were studied.

Both strains were pleomorphic with small surface proyections and a diameter of 80 to 120 nm. They were sensitive to treatment with lipid solvents, ether and chloroforrn, temperature of 56º C for 30 minutes and pH 3.0; pH 9.0 did not affect them. Homologous antisera neutralized and inhibited the haemoagglutination capacity of the strains but they were unaffected by heterologous antisera. Both strains produced cytopathic effect (CPE), in the first passage in fetal lamb kidney and chick embryos fibroblasts, and in the second passage in fetal bovine kidney (MDBK) and fetal equipe kidney. The CPE, consisted in the appearance of a large amount of floating cells which adquired hemoadsorption capacity. The CPE was inhibited when a mixture of virus and homologous antiserum was inoculated in MDBK.

It is concluded that both Oral strains named as A/equi/1/Santiago 77 (H7N7) and A/equi/2/Santiago 85 (H3N8) have morphological, physical, biochernical, serological and cultural characteristics described for the family Orthornyxoviridae genus Influenza.

Key words: Virus, equine influenza, horses.

Introducción

La influenza equina (IE) es una enfermedad cosmopolita que afecta principalmente el tracto respiratorio superior de los animales, es de diseminación rápida y generalmente provoca brotes explosivos en la población de equinos. El principal problema ocasionado por esta enfermedad, es el impacto económico expresado por la interrupción del entrenamiento, deterioro de la condición física, costo en medicamentos, atención veterinaria y en algunos casos la muerte del animal debido a complicaciones secundarias (Berríos y Celedón, 1992; Sarasola y col., 1992).

El agente causal de la IE pertenece a la familia Orthomyxoviridae género Influenza (Melnick, 1982). Su genoma está constituido por una hebra de ARN dividido en ocho segmentos, dispuesta en forma helicoidal y unido a proteínas, además presenta una cubierta proteica, la cual se rodea por una envoltura externa lipídica de la que sobresalen proyecciones glicoproteicas que representan a las hemoaglutininas y neuroaminidasa. El tamaño del virión varía entre 80 y 120 nm, observándose partículas pleomórficas con predominancia de la forma esférica (Paccaud, I969).

Los virus de la IE se han clasificado en base a su estructura antigénica en dos subtipos A/equi/1 y A/equi/2, cuyas cepas prototipos son A/equi/1/Praga 56 y A/equi/2/Miami 63, denominados actualmente H7N7 y H3N8, respectivamente.

Cepas pertenecientes al prototipo A/equi/1/Praga 56 (H7N7) no se han aislado en el mundo desde 1980, aunque hay evidencias serológicas para el H7N7 en caballos no vacunados hasta 1980 (Webster, 1992). Cepas pertenecientes al prototipo A/equi/2/Miami 63 (pN8) están prevalentes y son causantes de brotes epidémicos. Se describe el surgimiento de variantes antigénicas menores del subtipo A/equi/2 (H3N8) (Cruciere y col., 1989; Chambers, 1992; Alstad y col., 1993; Guo y col., 1991). La técnica de elección para aislar y replicar el virus de la IE es la inoculación en huevos embrionados de gallina, vía sacoalantoídea; además se ha descrito su replicación en cultivos celulares. Según Coggins y Kemen (1975), los huevos embrionados son más sensibles que los cultivos celulares para aislar virus influenza equina, debido a que los orthomyxovirus producen un débil efecto citopático (ECP) en cultivos celulares, necesitándose varios pasajes del virus antes que se visualice dicho efecto, el que puede ser detectado por adsorción específica de eritrocitos en las células infectadas.

Yamagishi y col. (1981) al probar la susceptibilidad de diversos cultivos celulares, encontraron que ambos subtipos del virus de la IE producían ECP en todas las líneas celulares inoculadas. De acuerdo con este resultado, Yamagishi y col. (1982) realizaron una prueba de infecciosidad viral en células ESK, concluyendo que el procedimiento era simple y tan sensible como el método de la infectividad viral en huevos embrionados, aplicándolo para realizar pruebas de seroneutralización. Posteriormente, Yamagishi y col. (1984) desarrollaron un método de ensayo de placa en células ESK, adaptándolo para realizar pruebas de seroneutralización.

Cook y Cook (199I) demuestran que la línea celular de riñón canino Madin-Darby es significativamente más sensible que los huevos embrionados de gallina para la producción de antígeno a/equi/2 (H3N8) para la prueba de IHA.

El objetivo de este estudio es determinar las principales características morfológicas, físicas, bioquímicas, serológicas y culturales de las cepas chilenas A/equi/1/Santiago 77 (H7N7) y A/equi/2/ Santiago 85 (H3N8), del virus influenza equina.

Material y métodos

Cepas vírales. Se utilizaron dos cepas del virus influenza equina designadas como A/equi/1/Santiago/77 (H7N7) (Casanova y col., 1977) y A/equi/2/Santiago/85 (H3N8) (Berríos y col., 1986) cultivadas en huevos embrionados de gallina. Las suspensiones virales, contenidas en líquido alantoídeo, fueron tituladas midiendo su capacidad hemoaglutinante en la prueba de hemoaglutinación (HA) en microtítulo (Celedón y col., 1982), y su infecciosidad a través de la prueba dosis infectante embrión de pollo (DIEP 50).

Antisueros. Para producir antisueros contra las cepas vírales en estudio se utilizó el procedimiento descrito por Plateau y col., (1983) que consiste en inocular gallos adultos con una serie de cuatro inyecciones de 5 ml de suspensión viral, cada una administrada por vía intramuscular, con intervalos de una semana. Los sueros obtenidos se inactivaron a 56° C durante 30 minutos, y fueron tratados con Caolín al 25% para eliminar inhibieres termolábiles e inespecíficos de la hemoaglutinación. Los sueros de referencia, antivirus a/equi/1/Praga 56 (H7N7) y A/equi/2/Miami/63 (H3N8), fueron facilitados por el Instituto Merieux de Francia.

El estudio serológico se realizó empleando la prueba de inhibición de la hemoaglutinación (IHA) (Celedón y col., 1982) y el índice neutralizante (IN) en huevos embrionados (Cunningham, 1971).

Microscopía electrónica. El tamaño y forma de la partícula viral se determinó a través de microscopía electrónica, tinción negativa con ácido fosfotúngstico 1%. La suspensión viral fue centrifugada previamente a 80.000 x G por 1 hora (Burrows y col., 1981).

Sensibilidad a agentes físicos y químicos Alicuotas de los virus en estudio se sometieron a los siguientes tratamientos. 56º C por 30 minutos en un baño termorregulado (Legrottaglie, 1980), adición de éter 25% a 4º C durante 18 horas en constante agitación (Andrewes y Horstmann, 1949); adición de cloroformo 10% a 4º C durante 1 hora en agitación (Martone y col. 1973); adición de solución tampón citrato pH 3,0 a 4º C durante 15 minutos y posterior ajuste a pH 7,0 con una solución de NaOH 0,25 M (Martone y col., 1973), adición de una solución tampón borato pH 9,0 (10%) a 4º C durante 15 minutos y posterior ajuste a pH 7,0 con una solución del HCl 0,25 M (Martone y col., 1973).

Multiplicación viral en cultivos celulares. Las cepas vírales se inocularon en cultivos primarios de riñón fetal ovino (RFO) y de fibroblastos de embrión de pollo (FEP) y en las líneas celulares de riñón fetal bovino (MDBK) y de riñón fetal equino (RFE) (Gaggero, 1984). Las células inoculadas se observaron diariamente, considerándose como negativas aquellas en que no apareció efecto citopático (ECP) en 4 días, luego de un mínimo de tres pasajes sucesivos. En todos los cultivos celulares inoculados con virus o en los controles, se realizo una prueba de hemoadsorción con eritrocitos de gallina al 0,5% a 4ºC durante 20 minutos (Pette y Teufel, 1966).

Resultados

Las cepas A/equi/1/Santiago/77 y A/equi/2/Santiago/85 del virus influenza equina presentaron títulos infectantes entre 10^7.2 y l0^8,6 DIEP 50/ml y un título HA entre 128 y 256.

Los sueros anticepas A/equi/1/Santiago/77 y A/equi/2/Santiago/85 tuvieron títulos IHA de 64 y 16, e IN de ≥ 6,5 y ≥ 4,5 respectivamente. Los sueros de referencia presentaron un título IHA de 32 frente a las cepas de referencia A/equi/1/Praga/56 (H7N7) y A/equi/2/Miami/63 (H3N8). No hubo inhibición de la hemoaglutinación ni neutralización en las reacciones con las cepas heterólogas.

Las partículas virales observadas en microscopio electrónica presentaron un marcado pleomorfismo, con formas irregulares, alargadas y circulares. El diámetro de estas partículas fue de 80 a 120 nm, apreciándose una envoltura externa de la que se proyectaban pequeñas espículas o proyecciones.

Ambas cepas vírales fueron muy sensibles al tratamiento de 56ºC, pH 3,0, éter y cloroformo, perdiendo el 100% de su infectividad, aunque manteniendo su capacidad hemoaglutinante. El tratamiento con pH 9,0 no afectó significativamente su capacidad infecciosa (Cuadro 1).

CUADRO 1 SENSIBILIDAD DE LAS CEPAS A/EQUI/1/SANTIAGO/77 (H7N7) Y A/EQUI/2/SANTIAGO 85 (H3N8) FRENTE A TRATAMIENTOS DE 56°C POR 30 MINUTOS, pH 3,0 Y 9,0, ÉTER Y CLOROFORMO

Cepa viral	Tratamiento	Título log DIEP 50/ml
A/equi/1/Santiago 77 (H7N7)	56°C	≤ 1,0
	pH 3,0	≤ 1,0
	pH 9,0	8,5
	Éter	≤ 1,0
	Cloroformo	≤ 1,0
	Control	8,5-8,6
A/equi/2/Santiago 85 (H3N8)	56°C	≤ 1,0
	pH 3,0	≤ 1,0
	pH 9,0	6,2
	Éter	≤ 1,0
	Cloroformo	≤ 1,0
	Control	7,2-7,6

Las cepas vírales en estudio al ser inoculadas en células de RFO y FEP, provocaron la aparición de ECP en el primer pasaje. El ECP se inició a las 24 horas después de la inoculación y se caracterizó por la presencia de gran cantidad de células desprendidas sobre la monocapa celular; a las 72 horas la monocapa se destruyó totalmente. El ECP descrito se observó al menos durante cuatro pasajes seriados. La prueba de hemoadsorción fue positiva en los cultivos celulares con ECP. En los controles no se observó ECP ni hemoadsorción.

En células de riñón fetal bovino (MDBK) y RFE sólo se produjo un ECP débil a las 48 horas después de la inoculación en un segundo pasaje; el ECP consistió en células dispersas sobre la monocapa celular. Luego de un tercer y cuarto pasaje el ECP fue más marcado y demoró menos tiempo en aparecer. La prueba de hemoadsorción fue positiva en los cultivos celulares con ECP y negativa en los controles.

En las células MDBK inoculadas con mezclas de suero con virus influenza equino homólogo no hubo ECP ni hemoadsorción, lo que implica que ambas cepas vírales fueron neutralizadas en su efecto por sus respectivos antisueros. Al inocular mezclas de virus con sus sueros heterólogas se observó ECP y hemoadsorción.

Discusión

Las partículas virales observadas en microscopio electrónica revelan un marcado pleomorfismo, con formas irregulares, alargadas y esféricas, estimándose que son semejantes a las descritas por Hoyle (1968).

La sensibilidad al tratamiento con pH 3,0, acción de la temperatura de 56°C y solventes lipídicos, éter y cloroformo, se ajusta a lo informado anteriormente por Legrottaglie (I980). Ambas cepas, después de ser sometidas a estos tratamientos, conservaron su capacidad hemoaglutinante, lo que concuerda con lo informado por Cunningham (1971), quien ha señalado que la propiedad hemoaglutinante de estos virus sólo se altera cuando ocurre una degradación completa de la partícula viral.

El ECP producido por ambas cepas en todos los cultivos celulares inoculados, se caracterizó por la presencia de gran cantidad de células desprendidas sobre la monocapa celular y posterior destrucción de ella, este efecto difiere al descrito por Pette y Teufel (1966) y Yamagishi y col. (1981), quienes observan un ECP caracterizado por la presencia de células redondeadas, granulares y lisis celular.

El cultivo celular de riñón fetal ovino resultó ser el más sensible a la infección por las cepas vírales en estudio, el ECP se produjo en el primer pasaje, a las 24 horas después de la inoculación, provocando la lisies total de la monocapa a las 72 horas. No existen antecedentes sobre la citopatogenicidad del virus influenza equina en células de riñón fetal ovino.

En los cultivos celulares de fibroblastos de embrión de pollo, el ECP apareció en el primer pasaje, entre 24 y 48 horas después de la inoculación, con destrucción de la monocapa a las 72 horas. Anteriormente, Brion y col. (1966) lograron adaptar el virus de la influenza equina a estos cultivos mediante pasajes alternados en huevos embrionados y cultivos celulares, observando un débil ECP caracterizado por destrucción de la monocapa celular. En Chile, Casanova y col., (I977) describen la producción de ECP en fibroblastos de embrión de pollo inoculados con la cepa A/equi/1/Santiago 77, el que apareció al octavo día en el primer pasaje; posteriormente, Billik en 1979 logró adaptar la misma cepa viral en estos cultivos celulares, luego del cuarto pasaje, con producción progresiva de ECP caracterizado por la presencia de pequeñas áreas de destrucción celular y gran cantidad de células globosas.

En las líneas celulares de riñón fetal de bovino y equino, el ECP no se produjo en el primer pasaje, lo que concuerda con lo afirmado por Coggins y Kemen (I975), quienes señalan que es necesario realizar varios pasajes antes de que se observe ECP.

En células de riñón fetal bovino inoculadas con virus influenza equina, Pette y Teufel (1966) detectaron la aparición de ECP en el cuarto pasaje, el que se caracterizó por la presencia de células esféricas y granulares, con lisis de la monocapa celular; Fontaine y Petermann (1969) después de varios pasajes lograron obtener sólo multiplicación viral sin la producción de ECP; Yamagishi y col., (1981) detectaron ECP caracterizado por células redondeadas y eventual desintegración de la monocapa celular. En nuestra experiencia ambas cepas produjeron ECP en cultivos celulares MDBK en el segundo pasaje y a las 48 horas de la inoculación, observándose células desprendidas sin destrucción de la monocapa. La actividad viral hemoaglutinante y la especificidad se demostró fehacientemente por hemoadsorción y neutralización.

En células de riñón fetal equino se detectó ECP en el tercer pasaje con células desprendidas sobre la monocapa celular y leve destrucción del cultivo; anteriormente, Gaggero (1984) encontró ECP en el primer pasaje con células desprendidas y Tisis del cultivo.

Referencias

ALSTAD, A.D.; S.P. SAHU; D.D. PERDERSEN; D.A. SAARI; Y. KAWAOKA; R.G. WEBSTER. 1993. Pathogenic studies and antigenic and sequence comparisons of A/equine/Alaska/1/91 (H3N8) influenza virus. J. Vet. Diag. Inv. 5: 811.

ANDREWES, S.C.; D. HORSTMANN. 1949. The susceptibility of viruses to ethyl ether. J. Gen. Microbiol. 3: 290–297.

BERRÍOS, P.; M.O. CELEDÓN; O. SEPÚLVEDA. 1986. Influenza equina. Aislamiento del virus A/equi/2 (pN8). Av. Cs. Vet. 1: 65-66.

BERRÍOS, P.; M.O. CELEDÓN. 1992. Influenza equina en Chile. Av. Cs. Vet. 7: 9-26.

BILLIK, M. 1979. Estudio de anticuerpos inhibidores de la hemoaglutinación en equinos inmunizados con vacuna cuádruple antiinfluenza. Tesis. Santiago. Universidad de Chile. Facultad de Ciencias Pecuarias y Medicina Veterinaria.

BRION, A.; C. CATEIGNE; M. FONTAINE; M.P. FONTAINE, R. MORAILLON. 1966. Grippe équine. Caracterisation de virus grippaux isolés en 1965. Bull. Acad. Vét. Fr. 39: 155-163.

BURROWS, R.; M. DENYER; D. GOODRIDGE; F. HAMILTON. 1981. Field and laboratory studies of equine influenza viruses isolated in 1979. Vet. Rec. 109. 353-356.

CASANOVA, A.; I. MARTÍNEZ, M. ROMÁN. 1977. Aislamiento y tipificación del virus de la influenza equina en Chile. Arch. Med. Vet. 9: 91-93.

CELEDÓN, M.O.; P. BERRÍOS; L. IBARRA; M. PINTO; S. RAMÍREZ. 1982. Inhibición de la hemoáglutinación: comparación de macro y micrométodo. Virus de la enfermedad de Newcastle e influenza equina. Zbl. Vet. Med. B. 29: 51-56.

CHAMBERS, TAL 1992. Cross-reactivity of existing equine influenza vaccines with a new strain of equine influenza virus from China. Vet. Rec. 131. 388-391.

COGGINS, L..; M.J. KEMEN. 1975. Viral respiratory Infections of horses: Some specific viruses affecting the horse. J. Am. Vet. Assoc. 166: 80-82.

COOK, R.F.; S.J. COOK. 1991. Differences in sensitivity in haemagglutinin inhibition assays between A/equine/pN8 viruses isolated in eggs and MDCK cells are linked to cleavage of the haemagglutinin molecule. Vet. Microbiol. 27: 253-261.

CRUCIERE, C.; M.C. GULLEMIN; A. ROSETO; A. WIRBEL; E. PLATEAD. 1989. Production of monoclonal antibodies against equine influenza: application to a comparative study of various strains of the virus. Ann. Rech. Vét. 20: 243-250.

CUNNINGHAM, C.M. 1971. Virología práctica. Editorial Acribia. Zaragoza.

FONTAINE, M.P.; H.G. PETERMANN. 1969. Adaptation of equine influenza viruses to mammalian cell cultures. Rech Vét. 3: 1-11.

GAGGERO, A. 1984. Caracterización de una línea celular de crecimiento 'in vitro' derivada de riñón fetal equino. Tesis. Santiago. Universidad de Chile. Escuela de Ciencias Veterinarias.

GUO, Y.; M. WANG; S. ZHENG; P. WANG, W. JI, Q. CHELA. 1991. Aetiologic study of an influenza-like epidemic in horses in China. Acta Virol. 35: 190-195.

HOYLE, L. 1968. The influenza viruses. Virology monographs 4. New York. Springer Verlag.

LEGROTTAGLIE, R. 1980. Isolamento e caratterizzazione di alcuni stipiti Influenzali A-equi 2. Ann. Fac. Med. Vet. Pisa. 32: 65–71.

MARTONE, F.; D. BONADUCE; M. CONIPAGNUCCI; A. GATTI. 1973. Influenza del cavallo da myxovirus influenzae tipo A2. caractteristiche di 6 ceppi isolati ad Andria in provincia di Bari. Gior. Batt. Virol. Imm. 66. 47-61.

MELNICK, J.C. 1982. Taxonomía de los virus. Adel. Microbiol. Enf. Inf. 1: 177-209.

PACCAUD, M.F. 1969. The virology of equine influenza. In: Proceedings International Conference on Equine Infections Diseases. 2^nd Paris. Bassel, Karger, 1970.

PETTE, J.; P. TEUFEL. 1966. Zuchtung des Pferdeinfluenzavirus in gewebekulturen. Berl. Munch. Tierarztl. Wochenschr 24: 473-474.

PLATEAU, E.; C. CRUCIERE ; G. GAYOT. 1983. Dérive antigénique d'une souche de virus influenza equi isolée en France au cours de I'hiver 1978-1979. Ann. Rech. Vét. 14: 71-77.

SARASOLA, P.; D.J. TAYLOR; S. LOVE; Q.A. MCKELLAR. 1992. Secondarv bacteria] infections f'ollowing an outbreak of equine influenza. Vet. Rec. 131: 441-442.

WEBSTER, R.G. 1992. Are 1 influenza viruses still circulating in the world? Epidem. Santé Anim. 21: 122-123.

YAMAGISHI, H.; T. NAGAMINE; K. SHIMODA; S. IDE; Y. IGARASHI; I. YOSHIOKA; M. MATUMOTO. 1981. Infectivity assay and neutralization test for equine influenza virus in microplate cell cultures. Vet. Microbiol. 6: 309-315.

YAMAGISHI, H.; T. NAGAMINE; Z. SHIMODA; S. IDE; Y. IGARASHI, I. YOSHIOKA; M. MATUNTOTO. 1982. Comparative measurement of equine influenza virus antibodies in horse sera by single radial haemolysis, neutralization, and hemagglutination inhibition test. J. Clin Microbiol. 15: 660-662.

YAMAGISHI, H.; S. IDE; T. EIKI; Y. EIGUCHI; T. NAGAMINE; Y. IGARASHI; I. YOSHIOKA, M. MATUNIOTO. 1984. Plaque assay of equine influenza virus. Vet. Microbio]. 9: 187-192.