miércoles, 14 de agosto de 2013

Rabia en Chile. Murciélagos insectívoros. Miriam Favi et al. 1999

Archivos de medicina veterinaria

versión impresa ISSN 0301-732X

Arch. med. vet. v.31 n.2 Valdivia  1999

http://dx.doi.org/10.4067/S0301-732X1999000200002 



Rol de los murciélagos insectívoros en la transmisión
de la rabia en Chile

Role of insectivorous bats in the transmission
of Rabies in Chile

MYRIAM FAVIC.1, M.V.; VERÓNICA YUNG P.1, T.M.; CARLOS PAVLETIC B.2, M.V.;
EUGENIO RAMIREZ V.1, B.Q.; CECILIA DE MATTOS3, M.V.; CARLOS A. DE MATTOS3, M.V.

1Instituto de Salud Pública de Chile, Marathon 1000, Ñuñoa, Casilla 48, Santiago, Chile.
Fax: 2-239-6966, Correo electrónico: virología@ispch.cl.
2Ministerio de Salud de Chile, Estado N° 360, Oficina 602, Santiago, Chile.
3Viral and Ricketsial Zoonosis Branch, Division of Viral and Ricketsial Disease, National Center for Infectious Disease, 1600 Clifton Road, N.E., Atlanta, Georgia 30333, USA.

SUMMARY

The importance of wild animals in the epidemiology of rabies in Chile was not recognized until 1985. Since then the epidemiology of rabies has been characterized by the presence of an endemic cycle in the species of the Order Chiroptera. In 1996, after 24 years without human rabies cases, a child died of the disease. The victim was infected with an antigenic variant 4 (AgV4) virus whose reservoir is the non-hematophagous bats Tadarida brasiliensis. This event emphatized the need for a better characterization of rabies selvatic cycles, their geographical distribution, and the risk factors that influence the virus transmission to humans and domestic animals in the country.
From a total of 250 isolates obtained between 1977 and 1997, 119 were reactived. These samples were antigenically characterized by the indirect inmunofluorescence technique using a panel of 8 monoclonal antibodies direct against epitopes of the viral nucleoprotein produced by the Centers of Disease Control and Prevention, Atlanta, Georgia, USA. The analysis showed that all the viruses obtained from non-hematophagous bats were AgV4 seven out of 10 canine isolates were AgV4. The other 3 canine viruses were AgV1, whose reservoir is the dog. Of the 3 bovine isolates, 2 was AgV1 and 1 AgV4. Three feline and one porcine viruses was caracterized as AgV4. It was determined that a bovine rabies case reported in 1977 and all the viruses isolated from domestic animals since 1990 were AgV4.
These results allowed to conclude that, in Chile, the non-hematophagous bats Tadarida brasiliensis was a rabies selvatic reservoir before 1985, and since then it has been the only wild reservoir know responsible for rabies sporadic cases in human and domestic animals.
Palabras claves: Anticuerpos monoclonales, Variantes antigénicas, Rabia.
Key Words: Monoclonal Anbitodies, Antigenic Variant, Rabies.

INTRODUCCION

La rabia en América Latina se presenta en sus dos ciclos epidemiológicos, el urbano y el silvestre. El perro es el reservorio y transmisor del ciclo urbano y los reservorios más importantes del ciclo silvestre son el murciélago vampiro Desmodus rotundus,y la mangosta Herpestes auropucntatus (WHO, 1992).
En Chile la rabia urbana fue endémica entre los años 1950 y 1960, registrándose numerosos casos humanos y animales durante dicho período. Esto llevó a la instauración en 1960 de un programa de control y prevención de la rabia en el país. Este programa fue orientado a tres importantes objetivos: primero, reducir la población canina; segundo inmunizar masivamente a los perros y finalmente aumentar la cobertura del diagnóstico de rabia, tanto en animales sospechosos como a través de la vigilancia epidemiológica activa. (Favi y Catalán, 1986) La efectividad de las medidas adoptadas se hizo evidente a partir de 1962, al producirse una disminución drástica de los casos de rabia, y detectándose casos humanos hasta el año 1972 (Favi y Durán, 1991).
Desde el año 1980 se presentaron casos de rabia en forma esporádica en animales domésticos sin que su fuente de infección pudiera ser identificada. Estos casos tuvieron la particularidad de ser de bajo poder epidémico, presentándose incluso un silencio epidemiológico en los años 1982 y 1984. Este cuadro epidemiológico sugirió que la fuente de infección en estos eventos podía ser de origen silvestre (Nieto, 1985).
La importancia de los animales silvestres en la transmisión de la rabia fue reconocida en Chile en 1985, cuando se detectó por primera vez rabia en murciélagos insectívoros de la especie Tadarida brasiliensis (Favi y Catalán, 1986; Nuñez y col., 1987). Hasta ese momento todas las acciones del Programa de Control y Prevención de Rabia estaban focalizadas sobre las especies domésticas, principalmente sobre los perros, existiendo un total desconocimiento de la presencia de la rabia en la fauna silvestre. El reconocimiento de los murciélagos como reservorios de la enfermedad en Chile hizo que se ampliaran las acciones de vigilancia epidemiológica hacia esas especies. A partir de entonces el patrón epidemiológico de la rabia en Chile se ha caracterizado por una endemia en quirópteros. La importancia de esta nueva situación epidemiológica alcanza su mayor relevancia en el país al reportarse el primer caso humano después de 24 años. Este ocurre en un niño de siete años de edad, sin antecedentes de mordeduras o exposición al virus, sospechándose de un murciélago no hematófago como su fuente de infección (Favi y Ramírez, 1996).
El primer caso de rabia en murciélagos no hematófagos fue reportado en Estados Unidos en 1953 (Scatterday y Galton, 1954; Venters y cols.,1954). En este país, 30 de las 39 especies presentes, están infectadas con el virus rábico y 21 de los 36 casos humanos registrados, entre 1981 y octubre de 1997, fueron debidos a variantes virales circulando en murciélagos no hematófagos (Constantine 1979; Krebs y col., 1996). Estas variantes fueron diferenciadas a través de su caracterización antigénica y genética (Smith, 1989; Smith y col.,1995). Se demostró que en este país, la especie migratoria Tadarida brasiliensis mantiene un ciclo endémico independiente, cuya variante viral es diferente a la VAg4 que circula en Chile (Smith, 1989; Díaz y col., 1994).
La caracterización de aislamientos por anticuerpos monoclonales es un elemento de apoyo muy valioso a los sistemas de vigilancia epidemiológica de la enfermedad. Esta caracterización ayuda a identificar las especies reservorias presentes en una determinada área geográfica, a elaborar estrategias de control y prevención más eficientes y a mejorar el monitoreo de los programas de control correspondientes (Smith, 1989).
El objetivo del presente trabajo fue caracterizar antigénicamente los aislamientos del virus rábico efectuados en el Centro Nacional de Referencia de Rabia del Instituto de Salud Pública de Chile, desde 1977, hasta abril de 1997 con el fin de lograr un mejor entendimiento de la epidemiología de la rabia silvestre en murciélagos no hematófagos en Chile.

MATERIALES Y METODOS

Reactivación de las muestras. Un total de 250 muestras con diagnóstico previo positivo al virus de la rabia, obtenidas entre 1977 y abril de 1997, y mantenidas en congelación a -70°C, fueron inoculadas en ratones lactantes con el fin de ser reactivadas (Koprowsky, 1976) y para que el antígeno rábico se encuentre presente en el 75% al 100% de los campos microscópicos, a ser observados por la técnica de inmunofluorescencia indirecta usando anticuerpos monoclonales (Smith y col., 1986). Diez microlitros de una suspensión al 20% en PBS de cada una de ellas fue inoculada intracerebralmente en un grupo de 10 ratones lactantes (Albino swiss) de uno a tres días de edad. Los animales fueron observados diariamente por un período de 28 días. A partir del quinto día post-inoculación un animal de cada grupo fue sacrificado diariamente, sus cerebros extraídos e improntas de los mismos observadas por la técnica de inmunofluorescencia directa para determinar la presencia de antígeno rábico y así ser consideradas reactivadas (Larghi,1975; Dean y col., 1996).
Caracterización antigénica. Las muestras reactivadas fueron analizadas por la técnica de inmunofluorescencia indirecta (Smith y col., 1989; Smith, 1988). En esta caracterización se incluyó, también, la muestra humana obtenida en 1996, cuya reactivación no fue necesaria.
Para la tipificación antigénica se utilizó un panel reducido de anticuerpos monoclonales producidos contra la ribonucleoproteína viral reconocido por el Consorcio Institucional Multinacional Subregional de Laboratorios de Referencia para el diagnóstico y caracterización de variantes de virus rábico en América Latina, y producido por el Centers for Disease Control and Prevention de Atlanta, Georgia, Estados Unidos. La reactividad de estos anticuerpos monoclonales para muestras del virus rábico obtenidas en América Latina fue determinada en estudios previos (Díaz y col., 1994; De Mattos y col., 1996). El cuadro 1 muestra el panel de anticuerpos monoclonales utilizados.

CUADRO 1. Patrones de reacción de las diferentes variantes antigénicas con los anticuerpos monoclonales.
Reaction patterns of different antigenic variants to monoclonal antibodies.
 C1C4C9C10C12C15C18C19AgV
CVS/ERA-SAD/PAST++++++++Lab
Perro/mangosta++++++-+1
Perro
+
+
-
+
+
+
-
+
2
Desmodus rotundus
-
+
+
+
+
-
-
+
3
Tadarida brasiliensis-
+
+
+
+
---4
Desmodus rotundus-
+
v
+
+
v-v5
Lasiurus cineriusv
+
+
+
+
---6
Zorro de Arizona
+
+
+
-
+
+
-
+
7
Zorrillo Centro/Sur-
+
+
+
+
+
+
+
8
Tadarida brasiliensis
+
+
+
+
+
---9
RESULTADOS
De las 250 muestras iniciales, sólo 119 pudieron ser reactivadas y éstas junto con la muestra del caso humano fueron analizadas antigénicamente. El cuadro 2 muestra la especie y la región geográfica de origen de las muestras reactivadas, el número de las mismas por especie y el año de aislamiento.
Sobre la base de la reacción con el panel de anticuerpos monoclonales, se identificaron 2 patrones antigénicos: VAg1 (canina) y VAg4 (Tadarida brasiliensis). La VAg1 se observó en cuatro aislamientos. Tres en perros, en los años 1977, 1981 y 1990, respectivamente, y un caso en bovino de la Región Metropolitana en 1983. La VAg4 se observó en los 115 aislamientos restantes; 102 fueron aislamientos efectuados a partir de murciélagos de la especie Tadarida brasiliensis en las regiones IV a la X y en la Región Metropolitana, y 17 fueron virus rábicos obtenidos de 3 bovinos, 3 felinos, 10 caninos y 1 porcino en las regiones IX, V, X, I y Región Metropolitana (cuadro 2).

CUADRO 2. Caracterización antigénica de las muestras reactivadas por pasaje en ratón,
según su año de aislamiento, especie animal y región geográfica.
Antigenic characterization of samples reactivated by passage in mice, according to year of isolation,
animal species and geographic location.
 
Año Nº de muestrasVarianteRegión Geográfica
   Antigénica 
1977Canino11I
 Bovino14IX
1981Canino11VIII
1983Bovino11RM*
1985Felino14V
 T. brasiliensis144RM (11)**, V (3)
1986Canino24RM
 Felino14RM
 T. brasiliensis54RM
1987Canino14RM
 Bovino14RM
 Porcino14RM
 T. brasiliensis134RM (11), V (2)
1988T. brasiliensis14RM
1989T. brasiliensis24VII
1990T. brasiliensis84RM (5), V (1); VII
 Canino14RM
 Canino11VI
1991T. brasiliensis14RM
1992T. brasiliensis14RM
1993T. brasiliensis64VI (1), VIII (3), RM (2)
1996T. brasiliensis444IV (4), V (5), VI (10), VII (3),
    VIII (3), IX (1), RM (18)
 Humano14VI
1997Canino14I
 Felino14X
 T. brasiliensis94V (2), VI (2), VII (1), VIII (1),
    IX (1), X (1), RM 5.RM (5)
* Región Metropolitana.
** Número de muestras obtenidas en esa región geográfica.

DISCUSION

La caracterización antigénica de 119 aislamientos del virus rábico obtenidos de diferentes especies animales y un humano en Chile entre 1977 y 1997 confirmó que actualmente la especie Tadarida brasiliensis es el reservorio más importante de la rabia en los centros urbanos y rurales del país. La relevancia de los murciélagos no hematófagos en la epidemiología de la rabia en los centros urbanos de América del Sur ha sido sugerida previamente (Lord, 1976; De Mattos y cols., 1996). Las características poblacionales y de diversidad de estas especies en América Latina hacen que su infección con el virus rábico, aún con una baja incidencia, sea una fuente de infección muy importante para los humanos y animales domésticos (Lord, 1976; De Mattos y cols., 1996).
El control de la rabia urbana permite que se haga evidente la presencia de ciclos silvestres en áreas geográficas donde previamente eran inadvertidos (Ruíz y Arambulo III, 1994). Esta situación es la que actualmente caracteriza el cuadro epidemiológico en Chile, donde, según nuestros datos aquí lo demuestran, el último caso producido por la variante VAg1 se registra en un perro en el año 1990, después de que el único caso de variante Vag1 se presentó en 1983 en un bovino. Esto indica la interrupción de la circulación de la variante canina desde esta fecha hasta abril de 1997.
En el período 1985-1997 se registra un promedio anual de 25 casos de rabia en quirópteros, reportándose también casos esporádicos en animales domésticos y el caso humano en 1996 (Favi y Ramírez,1996). La caracterización antigénica del aislamiento humano como VAg4 indica que la fuente de infección fue un Tadarida brasiliensis. Este evento epidemiológico es similar a numerosos casos de rabia humana ocurridos en Estados Unidos durante las últimas dos décadas. En algunos casos, asociados a variantes virales circulantes en poblaciones de murciélagos no hematófagos. Tampoco se pudo determinar la forma de exposición al virus o comprobar historia alguna de mordedura (Krebs y cols.. 1996; Weekly Epidemiological, 1997). Nuestros hallazgos demuestran la necesidad de disponer de la tecnología adecuada que permita determinar con la mayor resolución posible el origen de la fuente de infección en cuadros epidemiológicos complejos y caracterizar las variantes del virus rábico circulando en distintas zonas geográficas de Chile.
En relación a la distribución geográfica de los casos de rabia en murciélago en Chile (Mapa 1, 2 y 3), el primero se detectó en la Región Metropolitana en el año 1985, seguido a la brevedad por la aparición de nuevos casos en las regiones V, hacia el norte y VI, VII y VIII hacia el sur entre los años 1985 y 1995. En 1996 se amplía esta distribución con la detección de casos en la IV región después de más de 20 años de silencio epidemiológico en la zona. En el año 1997, la distribución geográfica de las VAg4 se extiende a las regiones III y X, con el aislamiento del virus a partir de un murciélago y un gato doméstico respectivamente. En este mismo año se reporta un caso de rabia en un perro en la ciudad de Arica (I Región), donde no se presentaban casos desde el año 1986. En esta zona se realiza vigilancia epidemiológica exclusivamente en animales domésticos, con vacunaciones antirrábicas masivas una vez al año en perros y gatos. En circunstancias como esta, la correcta y pronta identificación de la variante antigénica implicada, y en algunos casos su caracterización genética, permiten la pronta definición del cuadro epidemiológico que, a su vez, se traduce inmediatamente en medidas de vigilancia epidemiológica y control más eficaces.
Mapa 1. Distribución de variantes antigénicas en cepas reactivadas de virus rábico.
Distribution of antigenic patterns in reactivated strains of rabies virus.
Chile 1977 - 1983.
Mapa 2. Distribución de variantes antigénicas en cepas reactivadas de virus rábico.
Distribution of antigenic patterns in reactivated strains of rabies virus.
Chile 1985-1990.
Mapa 3. Distribución de variantes antigénicas en cepas reactivadas de virus rábico.
Distribution of antigenic patterns in reactivated strains of rabies virus.
Chile 1991 - 1997.
La distribución geográfica de los casos coincide con la del murciélago insectívoro Tadarida brasiliensis que abarca desde la zona desértica de Tarapacá hasta la región de los bosques lluviosos de la ciudad de Valdivia, demostrando su extraordinaria capacidad de adaptación frente a las más variadas condiciones climáticas (Redford y Eiseberg, 1992; Mann, 1978). Aparentemente estos animales migran estacionalmente y comúnmente se refugian en edificios y cavidades naturales (Redford y Eiseberg, 1992).
Además del Tadarida brasiliensis, existen en Chile al menos 8 especies de murciélagos no hematófagos distribuidos del norte al sur del país, entre ellas se encuentra el Lasiurus cinereus y el Lasiurus borealis (Mann, 1978), dos especies identificadas como reservorios de la rabia en otros países (Redford y Eiseberg, 1992).
Esto sugiere la posible presencia de otros ciclos endémicos silvestres en otras especies de quirópteros manteniendo otras variantes virales en el país.
Dada la posible complejidad del ciclo silvestre de la rabia en Chile, que ya ha cobrado una vida humana en uno de sus centros urbanos más importantes, es imperioso continuar con la caracterización antigénica y genética de las variantes existentes en conjunción con los programas de vigilancia epidemiológica en todas aquellas regiones donde existan posibles reservorios.
Los murciélagos por sus hábitos antropofílicos representan un riesgo para el hombre, por lo cual es también necesario intensificar la educación de la población en relación a su comportamiento frente a estos animales para su propia protección y para la conservación de estas especies quirópteras de enorme valor ecológico.

RESUMEN

La importancia de los animales silvestres en la trasmisión de la rabia en Chile no fue reconocida hasta 1985. A partir de entonces el patrón epidemiológico de la rabia se ha caracterizado por una endemia en quirópteros.
En el año 1996, después de 24 años sin registrarse casos de rabia en humanos, se reporta un caso en un niño infectado con la variante antigénica 4 (VAg4), cuyo reservorio es el murciélago no hematófago Tadarida brasiliensis. Esta situación determinó la necesidad de identificar con mayor precisión los ciclos silvestres del virus rábico, su dispersión territorial y los factores de riesgo que condicionan su trasmisión en el país.
De un total de 250 cepas aisladas entre los años 1977 y 1997 se reactivaron 119. Estas fueron analizadas por la técnica de inmunofluorescencia indirecta con un panel de ocho anticuerpos monoclonales producido por el Centers for Disease Control and Prevention en Atlanta, Georgia, Estados Unidos.
El análisis determinó que todos los virus de murciélagos pertenecen a la variante antigénica 4 (VAg4). De los 10 aislamientos caninos, siete corresponden a la VAg4 y tres a la VAg1, cuyo reservorio es el perro. De los aislamientos de bovinos uno fue VAg1 y dos VAg4 y aquellos de tres felinos y un porcino también fueron VAg4. Se determinó que un caso bovino reportado en 1977 y los virus aislados de animales domésticos desde 1990 corresponden a la Variante 4.
Estos resultados permiten concluir que, en Chile los murciélagos no hematófagos han actuado como reservorio de la rabia silvestre con anterioridad a 1985 y que posteriormente a este año son los únicos reservorios, conocidos hasta el momento, que han originado casos esporádicos de rabia en el hombre y los animales domésticos.

AGRADECIMIENTOS
Agradecemos al personal del Laboratorio de Diagnóstico de Rabia del Instituto de Salud Pública de Chile, especialmente a la Sra. Cristina Toledo y Sra. Beatriz Sanhueza por su valiosa colaboración
Aceptado: 04.05.99.

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sábado, 10 de agosto de 2013

VACUNAS ANTIRRÁBICAS. Patricio Berríos etchegaray

VACUNAS ANTIRRÁBICAS

Patricio Berríos E. (MV,  Ph. D)
pbetch19@gmail.com


Aspectos generales

Desde los primeros trabajos realizados por Louis Pasteur sobre vacunas contra la rabia y carbunco bacteridiano, muchas vacunas han sido ensayadas para proteger a los animales contra enfermedades infecciosas, invirtiendo cifras enormes en investigación y comercialización. El desarrollo de la producción de vacunas ha seguido paralelamente al avance en nuevas tecnologías propias de la microbiología, inmunología y biología molecular. El progreso alcanzado en este rubro se ha debido esencialmente al conocimiento del microorganismo patógeno y su respuesta inmunológica, acompañado del avance arrollador de la biotecnología. La cadena sin fin de estudios de algún modo ha logrado contactar a E. Jenner con L. Pasteur a través de un recombinante del virus vaccinia que expresa la proteína inmunizante (gpG) del virus de la rabia en el gen TK del virus vaccinia.

         Es significativo señalar que Pasteur, junto a Chamberland y Roux, publicaron sus nuevos  
         conocimientos en un trabajo titulado “De l’attenuation des virus et leur retour a la
         virulence” en 1881, es decir hace algo más de un siglo y en plena época heroica de la
         microbiología.


Las vacunas son preparados biológicos que pueden contener virus, bacterias o parásitos, los que al actuar como antígenos serán capaces de inducir una reacción inmunológica humoral y celular; respuesta caracterizada por ser activa, mediada por anticuerpos y células inmunes,  y dirigida en forma específica  contra el antígeno inductor.

La clave del éxito en la preparación de las vacunas descansa en modificar al microorganismo patógeno, haciéndolos inocuos  manteniendo su antigenicidad original. Deben ser además estables, seguras y presentar una potencia mínima.

Las vacunas se clasifican en bacterianas, virales y parasitarias. Pueden ser vivas (infecciosas) o inactivadas (muertas). Las bacterinas son vacunas bacterianas preparadas con bacterias inactivadas. Los toxoides o anacultivos son vacunas inactivadas que contienen productos bacterianos solubles como son las toxinas.

Básicamente existen dos tipos de vacunas antivirales:
  1. Vacunas preparadas con virus vivo que pueden ser virulentas y no virulentas; modificadas, heterotípicas; preparadas con mutantes termosensibles y vacunas recombinantes.  Y vacunas preparadas con cepas apatógenas. En este caso los virus vacunales mantienen su infecciosidad, pueden replicar y diseminarse fuera del animal vacunado.
  2. Vacunas inactivadas o muertas como los inmunosomas, las vacunas subunitarias y las sintéticas. Y las vacunas antiidiotipos. En este caso no hay replicación viral.

Vacunas de última generación o vacunas no tradicionales corresponden a vacunas subunitarias recombinadas, vacunas de vectores virales, vacunas de ADN puro y vacunas conjugadas.


Vacunas iniciales contra la rabia o hidrofobia

La vacuna Pasteur se preparaba con virus fijo. Pasteur adaptó el virus calle por pasajes sucesivos hasta que mataba al conejo entre 6 y 7 días, este virus fijo presenta su máxima virulencia para el conejo y sin virulencia para otras especies. Básicamente esta vacuna se preparaba con médula ósea de conejos inoculados con virus fijo que se desecaba con potasa cáustica.

La vacuna avianizada utilizaba virus vivo modificado con la cepa Flury adaptada al embrión de pollo que no produce la enfermedad en conejos y perros. Las vacunas preparadas con la cepa Flury se presentan en dos modalidades: una con  entre 40 y 50 pasajes en embrión de pollo denominada vacuna LEP (Low egg passage)  que se utiliza solamente en perros, la otra con 178 pasajes denominada vacuna HEP (High egg passage) que  puede ser usada en perros, gatos y bovinos. Actualmente la vacuna Flury Hep se prepara en cultivos celulares

En las vacunas preparadas con virus inactivados  se utilizó  fenol (Método de Semple), cloroformo o luz ultravioleta (Vacuna Fuenzalida-Palacios). La vacuna tipo Semple se obtenía en cerebro de conejos o cabras y se inactivaba con fenol, luz ultravioleta o cloroformo, y se ha discontinuado por provocar reacciones postvacunales de tipo nervioso por el factor encefalitógeno de la mielina.
La primera generación de vacunas antirrábicas era preparada en tejido nervioso de animales (vacuna neurotisular antirrábica), las cuales aún están en uso en algunas regiones del mundo. La inmunogenicidad de esta vacuna es baja, requiriendo múltiples dosis de refuerzo en días sucesivos. La administración produce reacciones de moderada intensidad en el sitio de inyección (especialmente dolor); adicionalmente, un 15% de los individuos presentan alteraciones electroencefalográficas durante el tratamiento, un 5% desarrolla anticuerpos contra mielina y aproximadamente 1 de cada 1.200 presenta una complicación neuroparalítica. Estas complicaciones se asocian a presencia de tejido nervioso mielinizado en la vacuna. A pesar de décadas de uso, hay muy poca información de la eficacia de la vacuna neurotisular antirrábica. En estudios de individuos expuestos (mordidos), se ha demostrado una mortalidad por rabia entre 4,4 y 10,8%, en pacientes que han recibido la serie completa de inmunizaciones con vacuna neurotisular (en comparación con 43% en pacientes no tratados). En 1956, Fuenzalida y Palacios (50) introdujeron una nueva vacuna preparada en cerebro de ratones de menos de 10 días de edad, virtualmente libre de mielina, reduciendo las complicaciones neurológicas significativamente (1 cada 8.000). No se dispone de estudios de eficacia.
En la actualidad se cuenta con vacunas producidas en células diploides humanas (HDCV, Verocell rabies vaccine y otras) o en embrión de pato (purified duck embryo vaccine) cuya antigenicidad es significativamente mayor, permitiendo el uso de un número menor de dosis. Las reacciones adversas son poco frecuentes y de menor gravedad y su eficacia es cercana al 100% (48,49). Esta nueva generación de vacunas, en uso en USA, Canadá y Europa, tienen un costo significativamente mayor.
En Chile se usó la vacuna CRL (vacuna Fuenzalida Palacios, producida en cerebro de  ratón lactante), elaborada por el Instituto de Salud Pública. Esta vacuna no ha producido eventos adversos de tipo neurológico en  más de 40 años de  uso. A contar del año 2003, el Ministerio de Salud descontinuó el uso de la vacuna CRL y en su reemplazo se usará  vacuna antirrábica de cultivo celular en células Vero.  Esta vacuna es de reconocida seguridad y su inmunogenicidad es mayor que la vacuna de la vacuna  CRL. Sin embargo la vacuna CRL se sigue preparando en Argentina y México!

Artículo 23.  REGLAMENTO DE PREVENCION DE LA RABIA EN EL HOMBRE Y EN LOS ANIMALES .- En la vacunación antirrábica, humana y animal, sólo se emplearán vacunas antirrábicas a virus inactivado (muerto), las que deberán estar debidamente autorizadas y registradas en el país, de acuerdo a la legislación vigente.

Características de las vacunas antirrábicas de cultivo celular        

Las líneas celulares más frecuentemente utilizadas para desarrollar este tipo de vacuna antirrábica son: Células diploides humanas (cepa vacunal virus Pitman Moore3-1503-3M) y células Vero (cepa Wistar PM/WI 38-1503-3M), esta última es la que se comenzará a usar en el Programa de Control de la Rabia Humana. Existe también en el mercado la vacuna de virus cultivado en células embrionales de pollo, cepa Flury LEP.

Vacuna preparada en células Vero: composición para una dosis  vacunal

Vacuna rábica liofilizada, cepa Wistar Rabies PM/WI 38-1503-3M producida sobre células Vero: Inactivada y purificada
Excipientes: maltosa, albúmina placentaria humana
Solvente: Cloruro de Sodio 2,0 mg
Agua para preparaciones inyectables c.s.p.: 0,5 ml.
El virus contenido en la vacuna está inactivado con beta-propionolactona.
La vacuna presenta trazas de estreptomicina y neomicina.
Esta vacuna tiene una potencia igual o mayor de 2,5 U.I. por dosis (Test de potencia de la NIH)

Presentación
Frasco ampolla con una dosis de vacuna liofilizada y 1 jeringa con 0,5 ml de solvente.
Vía de Administración  Intramuscular, en el músculo deltoides.
 Almacenamiento, conservación  y transporte  Entre +2 y +8º C.
No congelar. Una vez reconstituida, usar inmediatamente.
Contraindicaciones
La vacunación post exposición no tiene contraindicaciones, dada la evolución fatal de la enfermedad.
En caso de vacunación pre exposición  de refuerzo, es preferible postergar la vacunación si la persona está cursando un cuadro febril o está embarazada.
Precauciones especiales de uso  La vacuna debe utilizarse con prudencia en caso de existir antecedentes de alergia a la Neomicina y Estreptomicina.
Interacciones medicamentosas  El tratamiento con corticoides y drogas inmunosupresoras, pueden hacer fracasar la vacunación, lo mismo que ser portadores de inmunodeficiencias congénitas o adquiridas.
Se pueden administrar simultáneamente con otras vacuna, siempre que se tenga la precaución de usar un sitio de inyección y jeringa diferente.
Eventos Adversos
Locales: dolor, induración o eritema en el sitio de inyección
Generales: raramente se presenta fiebre o linfoadenopatías.
Inmunogenicidad Después de 14 días de iniciada la vacunación, el 100% de las personas vacunadas muestran seroconversión (anticuerpos protectores) y en la mayoría, los niveles de anticuerpos son detectables a los 7 días post vacunación.
Indicaciones de vacunación       
Vacunación pre-exposición
Se usa para las siguientes personas expuestas a riesgo de infección:
1.     Veterinarios (incluyendo los estudiantes), y sus asistentes,
2.     Personal de laboratorio que trabajen con virus rábico,
3.     Taxidermistas y cuidadores de animales,
4.     Guardias de caza y cazadores,
5.     Visitantes a zonas de alta endemia y con riesgo de exposición
 Esquema de vacunación pre- exposición
Días 0-7 y 28 y primer refuerzo al año
Revacunación cada 3  años
         
Vacunación post-exposición
Todas estas indicaciones se aplican igualmente para adultos y niños de cualquier edad.
 Personas expuestas:
1.     Persona mordida, rasguñada o lamida por un animal con signos sospechosos de rabia o diagnosticado rabioso.
2.     Persona mordida por un animal vago que muera
3.      Persona mordida por un animal vago desaparezca posterior a la mordedura, especialmente si el animal no fue provocado.
4.     Persona mordida por un animal silvestre carnívoro
                  5.      Persona mordida o que haya estado en contacto con murciélagos (juego con murciélagos, manipulación a manos desnudas, haya entrado a lugares cerrados donde viven colonias y sin usar protección respiratoria, entrada de murciélagos a los dormitorios).       
Dosis de vacuna post exposición:
1 dosis los días 0 -3 –7 –14 y 28 (total 5 dosis)
Esquema rápido:
Se usa en aquellos casos en que la vacunación se comienza en forma tardía o cuando la exposición es masiva a un animal identificado como rabioso.
El esquema es el siguiente.
Día 0:   2 dosis, usando deltoides derecho e izquierdo
Día 7:   1 dosis
Día 14: 1 dosis
Día 28: 1 dosis
 Esquema a usar en personas anteriormente vacunadas
1.     Menos de un año de haber sido vacunado: 1 dosis los días 0 y 3
2.     Entre 1 y 5 años de haber sido vacunado: una dosis los días 0 –3 y 7.
3.     Más de 5 años de haber sido vacunado: esquema completo (0-3-7-14 y 28    
        días).
3.      Las personas que no han completado el esquema de vacunación en exposiciones anteriores, independiente del tiempo que haya transcurrido entre esa exposición y la exposición actual deben recibir el esquema completo.


    VERORAB
Composición: Por dosis vacunante: Liofilizado: Vacuna Antirrábica Liofilizada (cepa Wistar, Rabies, PM/W1, 38-1503-3M) producida sobre línea celular VERO, inactivada y purificada, 1 dosis vacunal con un poder protector ³ 2,5 U.I. antes y después del calentamiento durante 1 mes a 37º C.
Excipientes: Maltosa c.s.p. 1 dosis vacunal; Albúmina Humana c.s.p. 1 dosis vacunante. Solvente: Cloruro de Sodio 2 mg; Agua para Preparaciones Inyectables c.s.p. 0,5 ml.

Acción Terapéutica: Inmunización antirrábica.
Indicaciones: Prevención de la rabia en los sujetos expuestos a riesgo de contaminación. Esta vacunación se recomienda particularmente para las especialidades profesionales expuestas a contaminaciones frecuentes: veterinarios (incluyendo los estudiantes), personal técnico asistente de veterinarios, personal de laboratorio que manipula material contaminado con virus rabia, personal de los mataderos, taxidermistas, cuidadores de animales, agricultores, guardias de caza, cazadores y guardabosques en las zonas de endemia, también los naturalistas, los viajeros hacia zonas de endemia de África, América del Sur y Asia. Tratamientos después de la contaminación con el virus de la rabia comprobada o posible. La vacunación debe comenzarse al menor riesgo de infección por el virus de la rabia.
 Tratamiento de los sujetos mordidos por animales rabiosos o sospechosos de estarlo. Tratamiento de los sujetos en contacto. Posología: Estrictamente por vía subcutánea o I.M., de preferencia en la región deltoidea. Reconstituir el liofilizado con el solvente acompañante. La vacuna reconstituida es una solución límpida, homogénea, sin ninguna partícula en suspensión.
Vacunación preventiva: en los sujetos no vacunados contra la rabia, el tratamiento consiste en 2 inyecciones los días D0 y D28 seguidos de un refuerzo 1 año más tarde y de refuerzos ulteriores cada 3 años. En los países que observan las recomendaciones de la OMS, el esquema propuesto es de tres inyecciones de vacuna antirrábica de una actividad por lo menos igual a 2,5 U.I. los días D0, D7 y D28, con un refuerzo 1 año más tarde y luego cada 3 años (una variación en algunos días no es importante). Vacunación preventiva: primera administración: 2 inyecciones los días D0 y D28; primer refuerzo: 1 año después; refuerzos posteriores: cada 3 años. Vacunación según recomendaciones OMS: primera: 3 inyecciones los días D0, D7 y D28; primer refuerzo: 1 año después; refuerzos posteriores: cada 3 años.
Vacunación post-exposición: en las personas no vacunadas contra la rabia, el tratamiento consiste en cinco inyecciones de 1 dosis por vía subcutánea o I.M. los días D0-D3-D7-D14-D30, seguidos de una inyección al D90 después del contacto con el animal rabioso o sospechoso de estarlo. En las personas anteriormente inmunizadas por una vacunación preventiva completa: antes de un año una inyección de refuerzo de 1 dosis por vía subcutánea o I.M. el día D0; después de más de 1 año: 3 inyecciones de refuerzo de dosis por vía subcutánea o I.M. los días D0-D3-D7.
Según el grado y la gravedad del riesgo de infección, en los casos de mordeduras severas, es necesario agregar el día D0 20 U.I./kg de peso, de inmunoglobulina antirrábica específica de origen humano 40 U.I. por kg de suero antirrábico purificado de origen animal.

Conservación: Entre 2º C y 8º C. Presentaciones: Envase conteniendo 1 frasco con 1 dosis de vacuna y 1 jeringa con solvente.
                                                                                                           

Otras vacunas antirrábicas comerciales:
ANTIRRABICâ NOVA-LITTON  Reg. SAGARPA B-0073-008 Vacuna liofilizada de virus vivo modificado conteniendo la cepa Mexicana V319 Acatlán. Recomendada para perros y gatos. Aplicar 2 ml. Intramuscularmente   a perros y gatos sanos de dos meses de edad en adelante. Es recomendable la vacunación anual. Conservar en refrigeración, no congelar.

ANTIRRÁBICAâ BIO-ZOO. Reg. SAGARPA B-0104-001. Vacuna liofilizada preparada en cultivos celulares con la cepa de virus rábico SAD HP de virus vivo modificado para inmunizar a perros y gatos sanos contra la rabia. Aplicar solo por vía intramuscular 1 mL en perros de 2 meses en adelante y revacunación anual. Recomendaciones habituales.

DEFENSORâ 1  PFIZER Reg. SAGARPA B-0001-013. Vacuna contra la rabia de virus inactivado cepa PV-Paris ( Pasteur). Está indicado para la vacunación de perros y gatos sanos a aprtir de los 3 meses de edad la revacunación una dosis al año. Aplicar 1 mL por vía subcutánea, los perros pueden ser vacunados por vía intramuscular.

INRABâ 3 MERIAL Reg. SAGARPA  B-3596-016. Vacuna de virus rábico inactivado  cepa PV-11 (Pasteur) con un mínimo de 2.5 de unidades inmunizantes por dosis de 1 mL. Contiene hidróxido de aluminio como coadyuvante. Aplicar 1 mL por vía subcutánea, los perros pueden ser vacunados por vía intramuscular.

INMUNORABâ MAVER Reg. SAGARPA B-0789-031. Vacuna antirrábica inactivada cepa Pasteur para la inmunización de perros y gatos sanos a partir de los 3 meses de edad y revacunación anual. Aplicar 1 mL por animal. Tomar las precauciones habituales de manejo.

NOVIBACâ RABIA INTERVET Reg. SAGARPA B-0273-047. Contiene la cepa clonada Pasteur RIVM/PTA inactivada con betapropiolactona y como adyuvante el fosfato de aluminio. Para uso en perros y gatos sanos aplicando 1 mL por vía subcutánea o intramuscular. Consérvese en refrigeración y no congelar.

NOVIBACâ RL INTERVET Reg. SAGARPA B-0273-130. Contiene la cepa clonada Pasteur RIVM/PTA inactivada con betapropiolactona y como adyuvante el fosfato de aluminio además contiene Leptospira interrogans serotipos canicola e icterohaemorragiae  para uso en perros aplicando 1 mL por vía intramuscular o subcutánea.

RABIGENâ  VIRBAC Reg. SAGARPA B-0042-007. Vacuna antirrábica inactivada cepa Pasteur para la inmunización contra la rabia en perros y gatos contiene al menos dos unidades inmunizantes por dosis administrada en forma subcutánea o intramuscular el total del volumne del vial que equivale a 1 mL. Guardar en refrigeración no congelar.

RABIMUNEâ HOLLAND Reg. SAGARPA B-4196-001. Esta vacuna es una suspensión de virus rábico inactivado cepa Pasteur (CVS-11), producida en cultivos celulares, adicionada de adyuvante y conservadores. Para inmunizar perros y gatos contra la rabia aplicando 1 mL por vía intramuscular, agítese antes de usar, consérvese en refrigeración. No se congele.

RABIPETâ BIOZOO. Reg. SAGARPA B-0104-088.  Suspensión de virus rábico inactivado cepa PV propagada en cultivos celulares BHK-21 clona 13 S inactivada con betapropiolactona y adsorbida en gel de hidróxido de aluminio. Para inmunización activa de perros y gatos. Aplicar por vía subcutánea o intramuscular 1 mL. A partir de los 3 meses de edad revacunando cada año durante la vida de la mascota.

RABISANâ (CEPA ERA) SANFER Reg. SAGARPA B-0132-001. Vacuna liofilizada conteniendo virus rábico cepa Era, modificado en cultivos celulares. Para prevenir la rabia en perros y gatos sanos de todas las edades. Reconstituir la vacuna liofilizada con 1 o 2 mL de su diluyente estéril y administrar por vía intramuscular a partir del mes de edad a criterio del médico veterinario. Revacunar anualmente. Conservar en refrigeración.

RABI-VACâ GOTIE Reg. SAGARPA B-0924-007. Suspensión de virus rábico inactivado cepa PV propagada en cultivos celulares BHK-21 clona 13 S inactivada con betapropiolactona y adsorbida en gel de hidróxido de aluminio. Para inmunización activa de perros y gatos. Aplicar por vía subcutánea o intramuscular 1 mL. A partir de los 3 meses de edad revacunando cada año durante la vida de la mascota.
Vacuna RABORAL  Es una vacuna antirrábica de última generación, recombinante.  En su preparación se eliminó el gen TK del virus vaccinia y en su lugar se insertó el gen que codifica para la glicoproteína G del virus rábico. Esta vacuna se ha utilizado en campañas de vacunación antirrábica en animales de vida silvestre, mediante cebos.
Vacuna RABORAL V-RG y la vacuna genética  SPBNGA-S se han utilizado para vacunar mapaches (Procyon lotor) por vía oral.

Estrategias para la prevención de la rabia.

Constituyen las medidas que puedan dirigirse a los seres humanos o contra los vectores. El uso de modernas vacunas contra la rabia ha reducido drásticamente la tendencia de rabia humana al utilizar la profilaxis post-exposición (PEP). Mientras que las vacunas de cultivos celulares son, sin duda, las vacunas de elección actual, se debe reconocer que actualmente son inaccesibles para uan parte importante del mundo. Si las vacunas fueran entregadas en dosis más pequeñas por vía intradèrmica y patrocinada por el gobierno se aumentaría dramáticamente PEP, como se hizo en Tailandia, por ejemplo, donde la incidencia de rabia humana se redujo en un 80% en 15 años (WHO, 2002), muchos más países también serían capaces de reducir el número de casos de rabia humana.

El uso de las vacunas antirrábicas de tejido nervioso  debe ser eliminado en todo el mundo lo más pronto posible por el riesgo inaceptable de enfermedades neurológicas como complicaciones. El reto consiste en sustituir estas vacunas en forma más barata con el uso de vacunas preparadas en cultivos celulares.

La producción mundial de inmunoglobulina antirrábica humana (HRIG) e inmunoglobulina antirrábica equina (ERIG) para la administración en combinación con la vacuna está limitada por factores económicos. Como reemplazo de inmunoglobulina antirrábica humana y equina se utiliza un anticuerpo monoclonal (Mab) o un cóctel de dos o más anticuerpos monoclonales contra la glicoproteína viral (G) que neutraliza al virus.

La OMS recomienda la vacunación de 70% de la población canina para prevenir la rabia en seres humanos.

Durante la infección, el virus de la rabia es intraneuronal y los antígenos pueden estar ocultos para la detección inmunológica. Usualmente no se detecta respuesta de anticuerpos en humanos infectados antes de la segunda semana de enfermedad. Las modernas VCCs inducen una alta y rápida respuesta de anticuerpos neutralizantes del virus (ASN), frente a la proteína G. La inmunidad mediada por células puede también jugar un papel en la protección frente a la infección.

Con las vacunas de la rabia, no son posibles los ensayos o estudios de cohortes que incluyan grupos no tratados para la comparación; además, la información sobre eficacia de la vacuna se ha basado en la experiencia de campo de la profilaxis postexposición en humanos expuestos a perros con rabia confirmada por laboratorio. Se puede hacer una evaluación indirecta de la eficacia de la vacuna a través de estudios de inmunogenidad, comparando los títulos de ASN inducidos por el test de la vacuna con aquellos inducidos en el mismo estudio por una vacuna de referencia de conocida eficacia protectora. También se han utilizado modelos animales para este fin.

Aunque no se puede establecer en humanos una concentración protectora de ASN, se usa como indicador de protección un nivel mínimo de 0,5 UI/ML. En vacunados sanos, este nivel debería alcanzarse alrededor del día 14 después del régimen de inmunización postexposición, con o sin administración simultánea de IGR, indistintamente de la edad.

Grupo de expertos de la OMS sobre inmunización y vacunas. WER Nº 49/50, 2007, 82 (425- 436).

The efficacy of conventional rabies vaccines for humans and animals and antirabies immunoglobulin (RIG) used in pre-exposure prophylaxis (PEP) and post-exposure treatment (PET) for humans for any new lyssaviruses as well as members of the rabies-related viruses of genotypes 2–7 is a particular
concern.

It is possible that the efficacy of current commercially produced antirabies biologicals can change because of their inability to recognize virus-neutralizing and immunoreactive T cell epitopes on the viral antigens due to mutations arising in the gene sequences of the rabies-related virus variants. The issue that protein structural differences in rabies virus variants might render current commercially produced
rabies biologicals less effective in their function, as they may not provide the cross-protection expected of them in PEP and PET, raises fundamental questions that require clear and decisive investigations using appropriate animal models. This important issue is addressed in detail in this special issue (Hanlon et al., 2005).

Ideally, rabies antigen-subunit and DNA recombinantsubunit vaccines that can be given orally and induce protective immunity after a single dose would provide alternatives to currently licensed rabies vaccines that are based on whole, either live-attenuated or inactivated, virus. The parameters of the immune system that account for protection against rabies virus, including the protective roles of CD4 and CD8 lymphocytes, and of antibodies and B lymphocytes are well defined (Lafon, 2002). The rabies viral glycoprotein subunit, because of its ability to induce a large number of conformational
and linear epitope-specific virus-neutralizing antibodies directed against the surface glycoprotein on the virus, has been selected to mediate protection in most novel rabies vaccines.

 Recombinant virus-based andDNA-based vaccines have been developed as a rather simple, yet versatile approach to the induction of immune responses when injected subcutaneously into the host or administered orally (per os or intranasally) compared with conventional vaccines. All such vaccines that are designed to induce virus-neutralizing antibodies contain the rabies virus glycoprotein gene, which is
expressed in the immunized host. Initial interest in the potential of replication-defective, E1-deleted adenoviral vectors derived from human adenovirus serotypes, such as AdHu5 virus, that express the rabies virus glycoprotein to induce high titers of virus-neutralizing antibodies in animals and protect them against rabies virus challenge focused on rodents and dogs (reviewed by Ertl, 2005). But these same vectors, whether administered to the host by injection or an oral route, were less likely to be as effective in humans due to previous exposure to the human adenovirus serotypes. Consequently, a closely related replication-defective, E1-deleted adenovirus derived from chimpanzee was developed and investigated
(Ertl, 2005). The merits of E1-deleted adenoviral vectors based on the chimpanzee adenovirus, AdC68, and the potential to circumvent the problems associated with similarly designed vectors based on the AdHu5 virus might also reduce the need for RIG, which is currently in limited production and highly restricted in PET for humans.

Also, recent advances in plant bioengineering technology should make it possible to capitalize on the enormous potential of agricultural biopharming resources for production of safe and inexpensive recombinant monoclonal antibodies as an alternative to mammalian-derived RIG for rabies PEP and
PET. Mass production of antirabies monoclonal antibodies in plants might help to overcome the worldwide shortage and high cost of prophylactic antibodies now produced in humans or horses for the RIG that is so urgently needed in rabies PET for animal and human disease therapy (Ko and Koprowski,
2005).

Persistence of multiple variants of rabies virus in wildlife animal reservoirs presents a continuing challenge to those dealing with medical, veterinary and wildlife management. In 1995, the first oral rabies vaccine, a recombinant vaccinia virus containing the rabies glycoprotein gene (V-RG), was approved in the United States to control the spread of rabies in raccoons, particularly in the northeastern States. While VRG may be effective in other reservoir species, e.g. foxes and coyotes, some species, e.g., skunks do not immunize well with the V-RG vaccine given orally. In today’s world in which rabies management in wild Chiroptera and Carnivora is continually being evaluated, optimization of oral vaccination strategies, which includes developing new vaccines and setting new priorities in surveillance programs for them to succeed, is a priority in itself. The goals for any new rabies vaccine are to make them safe and genetically stable in targeted host species after oral immunization, produce longlasting immunity with a single dose in a variety of reservoir species and be cost effective for use in both the developing and developed world (Dietzschold et al., 2003; Rupprecht et al., 2005).With the technology of reverse genetics it has been
possible to engineer both replication-competent (Morimoto et al., 2001; Rupprecht et al., 2005) and live replicationincompetent (Morimoto et al., 2005), non-pathogenic rabies vaccines that confer protective immunity and are cost effective in large scale for oral immunization programs. Such genetically
engineered rabies vaccines offer new prospects for rabies oral vaccines to control the spread of rabies in wildlife species. Perhaps the most daunting of all species to immunize with an oral vaccine approach is the vampire bat (Desmodus rotundus). Yet, results of one investigative team’s attempt to administer the V-RG vaccine on the backs of bats and allow them to indirectly protect other bats are encouraging
(Almeida et al., 2005).

The strategies that are developed for the deployment of oral rabies vaccines that rely on the rabies virus glycoprotein to induce the production of antirabies virus-neutralizing antibodies in targeted wildlife, together with optimal baits for their delivery, are absolutely critical for wildlife management professionals to achieve elimination of enzootic rabies. Just as important and critical for these strategies to be successful will be their reliance on coordinated collaboration and cooperative surveillance programs within and between countries in the Americas.

In this issue, several priorities are identified that must be addressed for these programs to succeed (Slate
et al., 2005). At the same time, surveillance programs must make use of modern sensitive and specific laboratory-based diagnostic methods if they are to be deemed adequate. This is demonstrated in the need to standardize rabies virus diagnostic procedures and evaluate and regulate reagent quality and formulation to meet the highest possible standards of sensitivity and accuracy (Rudd et al., 2005).

This special issue focuses on the epidemiology of rabies in the domestic dog and the wild Chiroptera and Carnivora species in the Americas during the past decade and more. It highlights the essential issues that will continue to have an impact on effective methods to limit the spread of rabies and possibly eliminate rabies in wildlife reservoirs, species by species, including the establishment of coordinated surveillance
programs and a need for standardized rabies virus diagnostic procedures. An understanding of the pathogenesis of rabies and rabies-related viruses can play an integral part in the development of new live attenuated rabies virus vaccines with an impaired neuronal transport capability. Using the technology of reverse genetics, it is possible to produce recombinant rabies viruses with selected structural changes
in the viral proteins, such as deletions and mutations, that knock out putative functional sites and determine the functional importance of these sites in comparative viral pathogenesis studies (Rasalingam et al., 2005). This special issue also updates the status on the development of new vaccines and oral vaccination programs, and highlights the challenges facing these strategic aspects of rabies control. “Rabies in the Americas” is reviewed annually in an international conference.
Preface / Virus Research 111 (2005) 1–4 3



 Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo
52(5):231-235, September-October, 2010

PATHOGENICITY OF DIFFERENT RABIES VIRUS ISOLATES AND PROTECTION TEST IN VACCINATED MICE
Elenice M.S. CUNHA(1), Alessandra F.C. NASSAR(1), Maria do Carmo C.S.H. LARA(1), Eliana C.M. VILLALOBOS(1), Go SATO(2), Yuki KOBAYASHI(2), Youko SHOJI(2), Takuya ITOU(2), Takeo SAKAI(2) & Fumio H. ITO(3)
SUMMARY
This study was aimed to evaluate and compare the pathogenicity of rabies virus isolated from bats and dogs, and to verify the efficacy of a commercial rabies vaccine against these isolates. For evaluation of pathogenicity, mice were inoculated by the intramuscular route (IM) with 500MICLD50/0.03mL of the viruses. The cross-protection test was performed by vaccinating groups of mice by the subcutaneous route and challenged through the intracerebral (IC) route. Isolates were fully pathogenic when inoculated by the IC route. When inoculated intramuscularly, the pathogenicity observed showed different death rates: 60.0% for the Desmodus rotundus isolate; 50.0% for dog and Nyctinomops laticaudatus isolates; 40.0% for Artibeus lituratus isolate; 9.5% Molossus molossus isolate; and 5.2% for the Eptesicus furinalis isolate. Mice receiving two doses of the vaccine and challenged by the IC route with the isolates were fully protected. Mice receiving only one dose of vaccine were partially protected against the dog isolate. The isolates from bats were pathogenic by the IC route in mice. However, when inoculated through the intramuscular route, the same isolates were found with different degrees of pathogenicity. The results of this work suggest that a commercial vaccine protects mice from infection with bat rabies virus isolates, in addition to a canine rabies virus isolate.
(1) Laboratório de Raiva e Encefalites Virais, Instituto Biológico de São Paulo. Av. Conselheiro Rodrigues Alves 1252, 04014-002 São Paulo, SP, Brasil. Tel.: 55 11 5087 1779. E-mail: cunha@biologico.sp.gov.br
(2) College of Bioresource Sciences, Nihon University, Fujisawa, Kanagawa, 252-8510 Japan.
(3) Departamento de Medicina Veterinária Preventiva e Saúde Animal, FMVZ-USP, São Paulo, SP, Brasil.

Correspondence to: Elenice M.S. Cunha, Lab. Raiva e Encefalites, Instituto Biológico de S. Paulo, Av. Cons. Rodrigues Alves 1252, 04014-002 Sao Paulo, SP, Brasil. E-mail: cunha@biologico.sp.gov.br
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