PRIMERA PARTE. EJERCICIO ILEGAL DE LA PROFESIÓN MÉDICO
VETERINARIA – FIGURA DELICTUAL
Cristián Rojas Alfaro
Abogado Colegio Médico Veterinario
Para entrar en lo que conocemos como ejercicio ilegal de la profesión, se hace
necesario explicar la noción básica de lo que es un delito.
El art. 1º del Código Penal define delito como "toda acción u omisión
voluntaria penada por la ley". Para que se constituya un delito deben
cumplirse una serie de condiciones básicas y no basta sólo el hecho o acción
típica realizada por la persona. Una persona comete delito cuando se cumplen
todas las siguientes condiciones:
a) Acción Típica: Es la acción, o bien omisión, descrita en el Código Penal y
que tiene una responsabilidad penal. En palabras sencillas es el acto que la
persona realizó, o bien que dejó de realizar en el caso de omisión, que está
penado explícitamente por la ley. La tipicidad dice relación con la descripción
completa de los hechos que constituyen el delito.
b) Antijuridicidad. La acción es antijurídica. Significa que no existe una causal
de justificación, legalmente válida, que explique y por ende exima de
responsabilidad a la persona. Por ejemplo la legítima defensa es una causal de
justificación penal.
c) Culpabilidad: Debe haber intención en la persona para realizar la acción
típica (dolo).
Cumpliéndose estas tres condiciones se instaura un delito. Cuando falta la
culpabilidad, es decir no hay dolo sino culpa, se habla de cuasidelito.
El art. 213 del Código Penal describe la figura de ejercicio ilegal de la
profesión: “El que se fingiere autoridad, funcionario público o titular de
una profesión que, por disposición de la ley, requiera título o el
cumplimiento de determinados requisitos, y ejerciere actos propidichos cargos o profesiones, será penado con presidio menor en sus
grados mínimo a medio y multa de seis a veinte unidades tributarias
mensuales.
El mero fingimiento de esos cargos o profesiones será sancionado como
tentativa de delito que establece el inciso anterior.”
Dos elementos objetivos copulativos deben concurrir:
1.-El fingimiento y
2.-El ejercicio de actos propios de la profesión.
Para que este delito se lleve a efecto no se requiere un resultado determinado
o que las conductas lesionen un bien jurídico, sino basta la mera actividad.
1.-El Fingimiento.
La conducta consiste en fingir ser autoridad, funcionario público o titular de una
profesión, es decir requiere que el autor aparente o imite ser un médico
veterinario. Requiere más de una simple afirmación, de una mentira, porque
fingir involucra una actividad o aprovechamiento de una situación que haga
verosímil o respalde la afirmación mendaz , como por ejemplo mostrar una
credencial falsa, un certificado, que lo presenten terceros como tal, etc.
El fingimiento ha de referirse a ser titular de la profesión de médico veterinario.
La profesión de médico veterinario sólo puede otorgada por aquellas
instituciones universitarias superiores que se encuentren reconocidas por el
Estado. Es importante aquí hacer referencia a que los egresados de la carrera,
en caso alguno se le considera como profesional mientras no se encuentren
investidos del título profesional, por lo que no pueden realizar actos propios del
médico-veterinario.
2.-Ejercicio de actos propios de la profesión.
Aquí es necesario tener en cuenta los siguientes aspectos:
1º Los actos que se realicen deben ser actos propios de la profesión. Al
respecto podemos remitirnos a la segunda parte de este informe que da cuenta de dichos cargos o profesiones, será penado con presidio menor en sus
grados mínimo a medio y multa de seis a veinte unidades tributarias
mensuales.
El mero fingimiento de esos cargos o profesiones será sancionado como
tentativa de delito que establece el inciso anterior.”
Dos elementos objetivos copulativos deben concurrir:
1.-El fingimiento y
2.-El ejercicio de actos propios de la profesión.
Para que este delito se lleve a efecto no se requiere un resultado determinado
o que las conductas lesionen un bien jurídico, sino basta la mera actividad.
1.-El Fingimiento.
La conducta consiste en fingir ser autoridad, funcionario público o titular de una
profesión, es decir requiere que el autor aparente o imite ser un médico
veterinario. Requiere más de una simple afirmación, de una mentira, porque
fingir involucra una actividad o aprovechamiento de una situación que haga
verosímil o respalde la afirmación mendaz , como por ejemplo mostrar una
credencial falsa, un certificado, que lo presenten terceros como tal, etc.
El fingimiento ha de referirse a ser titular de la profesión de médico veterinario.
La profesión de médico veterinario sólo puede otorgada por aquellas
instituciones universitarias superiores que se encuentren reconocidas por el
Estado. Es importante aquí hacer referencia a que los egresados de la carrera,
en caso alguno se le considera como profesional mientras no se encuentren
investidos del título profesional, por lo que no pueden realizar actos propios del
médico-veterinario.
2.-Ejercicio de actos propios de la profesión.
Aquí es necesario tener en cuenta los siguientes aspectos:
1º Los actos que se realicen deben ser actos propios de la profesión. Al
respecto podemos remitirnos a la segunda parte de este informe que da cuenta de acciones propias del médico veterinario y las normas jurídicas dispersas en
que constan algunas facultades privativas del mismo.
Es del caso también agregar que muchas conductas y acciones no quedan
circunscritas a una norma legal determinada, sino que son obtenidas de la
práctica médico veterinaria, es decir de los procedimientos y acciones que el
médico veterinario va realizando en el progreso sostenido del ámbito
profesional. Así, aparecen cada día nuevos procedimientos y actos médico
veterinarios que van evolucionando y que deben considerarse para ver si se ha
cometido el delito respectivo de ejercicio ilegal de la profesión.
2º Basta un solo acto que caiga en la órbita de la competencia
profesional. La descripción del delito no exige varios actos.
3º No por el hecho de recibir el delincuente dinero por concepto de
honorarios, el delito se transforma en estafa, si no que sigue siendo
ejercicio ilegal de la profesión.
SEGUNDA PARTE. COMPENDIO DE ACTUACIONES PRIVATIVAS DE LA
PROFESIÓN MÉDICO VETERINARIA Y NORMATIVA LEGAL Y
REGLAMENTARIA QUE LOS RIGEN
Son tantos e innumerables las actuaciones profesionales, y tan
dispersa la normativa legal, o a veces inexistente y solo dada por la costumbre,
que se hace necesario definir un marco regulatorio que permita al profesional
médico veterinario conocer cuales son actuaciones privativas de la profesión y
cuáles puede eventualmente delegarlas en técnicos o ayudantes.
A continuación se informa un compendio de actuaciones privativas
de los médicos veterinarios y de la normativa relacionada con la profesión, sin
perjuicio de que la costumbre profesional sea una importante fuente creadora
de normas y que está en constante evolución. A.- En cuanto a cuáles serían aquellas actuaciones privativas de la
profesión de médico veterinario, generalmente reconocidas como tales,
podemos señalar las siguientes:
Salud Animal
1. Efectuar, prevención, diagnóstico, prescripción terapéutica, y tratamiento
de las enfermedades de los animales y certificar el estado de salud y
enfermedad de los mismos. Esto incluye la facultad de recetar fármacos.
2. Realizar, interpretar y certificar análisis microbiológicos, parasitológicos,
biológicos, químicos y físicos, imagenológicos y técnicas de laboratorio
destinadas al diagnóstico, prevención y tratamiento de las enfermedades de los
animales.
3. Formular y elaborar específicos farmacológicos y preparados biológicos,
sueros, vacunas, opoterápicos y aplicar biotecnologías y reactivos biológicos y
no biológicos, destinados al diagnóstico, prevención y tratamiento de las
enfermedades de los animales y certificar la calidad de los mismos .
4. Controlar y efectuar la distribución y el expendio de zooterápicos y
demás productos de uso en medicina veterinaria.
5. Ejercer la Dirección Técnica de laboratorios destinados a la elaboración
de productos, sustancias medicinales, diagnósticos, sueros, vacunas u otros
productos biológicos, opoterápicos o similares para uso veterinario.
6. Organizar, dirigir y asesorar establecimientos destinados a la
prevención, diagnóstico y tratamiento de enfermedades de los animales,
incluidas las que afectan a la población humana (zoonosis). 7. Planificar, organizar, dirigir, ejecutar, evaluar y certificar acciones
sanitarias destinadas a la prevención, control y erradicación de las
enfermedades de las distintas especies animales.
8. Ejercer la dirección de los Servicios Veterinarios de establecimientos que
realicen competencias deportivas con animales y toda concentración de
animales con diversos fines.
9. Certificar el estado de salud, enfermedad y aptitudes de los animales
sometidos a la experimentación o utilizados en la elaboración de específicos
farmacológicos y preparados biológicos destinados a la medicina animal y
humana.
10. Intervenir en la elaboración de normas relacionadas con la aprobación,
transporte, almacenamiento, manipulación, comercialización y uso de
específicos farmacológicos y preparados biológicos para uso veterinario.
Medicina Preventiva, Salud Pública y Bromatología
11. Investigar y desarrollar reactivos y preparados biológicos de origen
animal aplicables en seres humanos.
12. Planificar, organizar, dirigir y asesorar acerca de la cría y producción de
animales de experimentación.
13. Planificar, organizar, ejecutar, evaluar y certificar acciones destinadas a
la prevención, control y erradicación de plagas, vectores y enfermedades de los
animales que afectan a los animales y a hombre.
14. Planificar, dirigir, ejecutar, evaluar y certificar acciones sanitarias y
estudios epidemiológicos destinadas a la prevención, control y erradicación de
las enfermedades transmisibles por los alimentos (E.T.As). 15. Ejercer la dirección de servicios veterinarios de control y prevención de
las Zoonosis.
16. Asesorar en la elaboración de las normas referidas a las condiciones
higiénico-sanitarias de la producción animal y de las actividades involucradas
en la producción y distribución de productos y alimentos.
17. Diseñar, aplicar, auditar y certificar sistemas de inocuidad y de
aseguramiento de la calidad de los alimentos.
18. Efectuar el control higiene-sanitario de las especies animales, sus
productos, subproductos y derivados para consumo y uso humano e industrial.
19. Efectuar el control higiénico-sanitario, análisis y controles bromatológicos
y de identificación comercial de al elaboración, procesamiento, transformación,
conservación, transporte y expendio de alimentos.
20. Organizar, dirigir y asesorar en el control de residuos y deshechos de
origen biológico con el objeto de evitar la contaminación ambiental, y lograr su
reutilización.
21. Realizar estudios, investigaciones y asesoramiento relativos a la vida
animal, el estado de salud y enfermedad, a la zoonosis y a las enfermedades
compartidas con el hombre, al mejoramiento de la producción animal y al
control de las condiciones higiénico-sanitarias de dicha producción y de los
productos y subproductos de origen animal.
22. Certificar las condiciones higiénico-sanitarias, bromatológicas y de
identificación comercial de los alimentos y de los establecimientos destinados a
la elaboración, procesamiento, transformación, conservación y expendio de
alimentos. 23. Asesorar, realizar y controlar la formulación de productos alimenticios en
lo relativo a la composición, elaboración, conservación, valor nutritivo, calidad y
sanidad de los mismos.
Producción Animal
24. Investigar, desarrollar y aplicar biotecnologías para la reproducción y
conservación de las especies animales.
25. Planificar, organizar, dirigir, asesorar, controlar y certificar la producción
animal en todas sus etapas y las tecnologías aplicadas.
26. Elaborar, aplicar y evaluar normas y criterios para la identificación,
clasificación y tipificación de los animales y sus productos.
27. Planificar, organizar, dirigir, controlar y certificar datos trazables en
explotaciones animales
28. Evaluar la aptitud clínica, sanitaria y zootécnica de animales, para
efectos de determinar la pertenencia de su admisión a concentraciones de
animales realizadas con distintos fines para la importación y exportación.
29. Efectuar estudios e investigaciones para el mejoramiento zootécnico de
las distintos especies animales.
30. Formular, elaborar y evaluar alimentos para consumo animal.
31. Organizar, dirigir y asesorar establecimientos de producción, cría y
explotación de especies de la fauna silvestre.
32. Ejercer la Dirección de Estaciones Zootécnicas, de Inseminación
Artificial y de Genética Animal.
33. Planificar, organizar, ejecutar y evaluar la prevención y control de los
factores bióticos y abióticos que afectan la producción agropecuaria. Asesorar
en el diseño de las instalaciones rurales, máquinas y herramientas destinadas
a la producción pecuaria.
Otras
34. Planificar, organizar y dirigir jardines zoológicos, parques y reservas de
fauna autóctona y exótica.
35. Elaboración de normas relativas a la protección y bienestar animal.
36. Realizar arbitrajes y peritajes en todo lo referido a la profesión veterinaria 37. Integrar los cuadros docentes en todos los niveles de la educación y
realizar investigación básica y aplicada en las diferentes áreas de las ciencias
veterinarias como en otras ciencias relacionados.
38. Realizar estudios orientados a la evaluación de las consecuencias que
puedan provocar fenómenos naturales sobre la producción pecuario.
B.-Disposiciones legales y administrativas que reglamentan el ejercicio de
la profesión de médico veterinario. Las más importantes son:
a) DECRETO 466 MINISTERIO DE SALUD, SUBSECRETARIA DE SALUD,
de 31 de diciembre de 1984, REGLAMENTO DE FARMACIAS,
DROGUERIAS, ALMACENES FARMACEUTICOS, BOTIQUINES Y
DEPOSITOS. Arts 1, 36 y 83, que se refieren a la facultad de recetar del
médico veterinario y a sus funciones como Director Técnico en Depósitos de
Productos Farmacéutico Veterinarios.
b) DECRETO N° 405, MINISTERIO DE SALUD, REGLAMENTO DE
PRODUCTOS SICOTRÓPICOS (Publicado en el Diario Oficial de 20 de
Febrero de 1984). Arts. 22 letra g y 32, en que se refieren fundamentalmente
acerca de facultades de los médicos veterinarios de recetar y almacenar
sicotrópicos.
c) D S Nº 307. AGRICULTURA, de 25 de octubre de 1979 “REGLAMENTO
DE ALIMENTOS PARA ANIMALES”. Art 10 que se refiere a que sólo bajo
prescripción de un Médico Veterinario podrá elaborarse alimentos o
suplementos a pedido, medicado, los que no podrán expenderse al público en
general.
d) RESOLUCIÓN Nº 3114 del SAG ESTABLECE MEDIDA SANITARIA PARA
CONTROL DE BRUCELOSIS BOVINA, de 29 septiembre de 1998, modificada
el 23 de julio de 1999 por RESOLUCIÓN Nº 2200 del mismo organismo Facultades de toma de muestras y certificaciones de médicos veterinarios en la
prevención de la brucelosis bovina.
e) DECRETO SUPREMO N°94 REGLAMENTO SOBRE ESTRUCTURA Y
FUNCIONAMIENTO DE MATADEROS, ESTABLECIMIENTOS
FRIGORIFICOS, CÁMARAS FRIGORÍFICAS Y PLANTA DE DESPOSTE Y
FIJA EQUIPAMIENTO MINIMO DE TALES ESTABLECIMIENTOS. (
Publicado en el Diario Oficial en noviembre de 2008). Art 21 que se refiere a las
salas de servicio de inspección médico veterinarias.
f) Código Sanitario, art. 126, en cuanto permite a los médicos veterinarios la
dirección técnica de droguerías y laboratorios que elaboren materias primas o
drogas de origen biológico y también de las droguerías y depósitos
farmaceúticos de uso exclusivamente animal.
g) Código Sanitario, Art. 110, que se refiere a que la autoridad sanitaria le
corresponde, directamente o mediante delegación a entidades públicas o
privadas o a profesionales calificados, la inspección médico veterinaria de los
animales que se beneficien en ellos y de las carnes.
h) APRUEBA REGLAMENTO DE PREVENCIÓN DE LA RABIA EN EL
HOMBRE Y EN LOS ANIMALES. DECRETO N° 89 /2002 Ministerio de Salud.
Artículo 24. En cuanto las clínicas veterinarias y, en general, todo médico
veterinario que vacune animales sanos contra la rabia deberán informar
mensualmente el número de vacunas aplicadas y el número y especies de
animales vacunados, de donde se puede colegir la facultad de vacunar y
certificar vacunaciones contra la rabia de los médico-veterinarios.
i) DFL R.R.A. N° 16 de 1963. Ley de Sanidad Animal. ARTICULO 4°: “Los
animales que se internen deberán ser inspeccionados en las Aduanas
respectivas, por los médicos veterinarios del Servicio Agrícola y Ganadero. Y
en caso de que estén atacados de una enfermedad contagiosa o que ofrezcan
sospechas de estarlo, serán sometidos cualesquiera de las siguientes medidas:
desinfección, vacunación, inyecciones, reacciones reveladoras cuarentena, devolución, secuestro o sacrificio de los animales”. El ARTICULO 4° BIS
señala a su vez que: “Prohíbese la internación de animales y aves con taras
hereditarias anomalías morfológicas que afecten su productividad, a juicio de
los médicos veterinarios a que se refiere el artículo anterior”. Los arts. 6 y 7 de
esta ley además obligan a los médicos veterinarios a declarar enfermedades
contagiosas de animales.
j) LEY 20.380 SOBRE PROTECCIÓN DE ANIMALES : Artículo 7°.- “Los
experimentos en animales vivos sólo podrán practicarse por personal
calificado, que evitará al máximo su padecimiento. Se entenderá por personal
calificado aquel que tenga estudios en las áreas veterinaria, médica o de
ciencias afines, certificados por una institución académica del Estado o
reconocida por éste.
Si los experimentos consistieren en intervenciones quirúrgicas que
necesariamente importen el uso de anestesia para evitar sufrimientos
innecesarios, deberán ser practicados por un médico veterinario u otro
profesional competente.” Y Artículo 15.- “Todas las actividades y prácticas que
se realicen a animales en las clínicas y centros de atención veterinaria deberán
ejecutarse bajo la dirección responsable de un médico veterinario”.
TERCERA PARTE. FORMA DE PROCEDER PARA EJERCER ACCIONES
PENALES EN CONTRA DE FALSOS VETERINARIOS.
El delito de ejercicio ilegal de la profesión es un delito de acción penal pública,
lo que significa que cualquier persona puede ponerlo en conocimiento de la
autoridad.
El Ministerio Público o Fiscalía Pública es el único órgano que tiene por fin
investigar los delitos y puede tomar conocimiento del delito de tres formas:
1.-De oficio, al llegar a su conocimiento directamente la perpetración de un
delito. 2.-Denuncia. Puede hacerse ante el Ministerio Público, o la Policía de
Carabineros o Investigaciones. La denuncia no tiene formalidades y la Policía o
el Ministerio Público están obligados a recibirla. Ante el Ministerio Público se
puede hacer también por escrito, individualizándose el denunciante.
A la denuncia se pueden acompañar los elementos probatorios recopilados,
informar los nombres de testigos o víctimas con sus domicilios a fin de que se
les cite a declarar, acompañar documentos u otros medios de prueba, según se
detalla más adelante.
3.-Por querella. La regla general para querellarse es que lo haga la víctima del
delito o su representante legal. Igualmente, aún cuando la Reforma Procesal
Penal restringió la calidad del querellante, es posible que una persona que no
sea víctima directa, se querelle siempre que se encuentre “domiciliada en la
región, respecto de delitos cometidos en la misma que afectaren intereses
sociales relevantes o de la colectividad en su conjunto” (art. 111 del Código
Procesal Penal). Claramente el delito de ejercicio ilegal de una profesión puede
perfectamente encontrase en esta hipótesis de afectar los intereses sociales o
de la colectividad.
La querella se interpone a través de abogado ante el Juez de Garantía, quien
debe declarar si es admisible, y en caso de que así lo estime remite los
antecedentes al Fiscal respectivo para que inicie investigación.
ASPECTOS PROBATORIOS.
Aún cuando la investigación y la carga de llevar adelante la acción penal
corresponde al Fiscal respectivo una vez que se han puesto en su
conocimiento los es de la máxima importancia colaborar desde un principio en
el aporte de pruebas.
Las pruebas en el ámbito penal no están restringidas por lo que se puede
aportar todo tipo de pruebas. Importante puede ser la preconstitución de pruebas, es decir tener pruebas
antes de denunciar, que permitan el éxito de la acción.
Por lo anterior respecto a la ayuda a proporcionar al Fiscal y a la
preconstitución de pruebas se recomiendan las siguientes acciones:
1.-Tener o guardar documentos en que el imputado aparezca como médico
veterinario: tarjetas de presentación, recetarios, firmas en recetas de
prescripción de medicamentos o diagnóstico veterinario, certificados de
vacunación, protocolos de operación, etc.
2.-Indicar nombres de víctimas o testigos con sus domicilios, los que podrán
ser llamados a declarar aún contra su voluntad.
3.-Enviar alguna persona que verifique el ejercicio ilegal, haciéndose pasar por
cliente con mascota enferma.
4.-Eventualmente grabar en audio o video intervenciones del inculpado, y
entregar el material obtenido a la Policía o el Fiscal directamente. Esta prueba
tiene el riesgo de ser eventualmente considerada como prueba ilícita, pero
sirve para orientar la investigación, lo que unido a otros medios de prueba
puede llevar al éxito de las acciones.
Finalmente, diremos que al igual que en otros delitos, la mejor forma de atacar
el ejercicio ilegal de la profesión es actuando preventivamente, informando a la
población sobre la forma de detectar a estos delincuentes y sobre su forma de
operar, teniendo principal responsabilidad en esta difusión los propios médicoveterinarios
agrupados en sus respectivos Colegios Regionales.
CRISTIAN ROJAS ALFARO
ABOGADO COLMEVET
Blog destinado principalmente a entregar información sobre virus y enfermedades virales de los animales domésticos
lunes, 16 de diciembre de 2013
viernes, 6 de diciembre de 2013
VACUNAS
INFLUENZA EQUINA: Quid novi
Paillot R. *, Hannant
D, Kydd J.H., Daly J.M. . Vaccine 24 (2006) 4047–4061
Animal Health Trust,
Centre for Preventive
Medicine, Lanwades Park, Newmarket,
Suffolk CB8 7UU, UK
Corresponding
author. Tel.: +44 8700 502460x1247; fax: +44 8700 502461.
E-mail address: romain.paillot@aht.org.uk (R. Paillot).
Numerosos métodos de vacunación han sido evaluados y
comercializados en el caballo, las más recientes son las vacunas del virus de la gripe adaptada al
frío y en vector poxvirus.
El subtipo H3N8 del virus de la influenza equina (VIE) no se ha controlado con éxito mediante la
vacunación y sigue siendo una grave amenaza para el bienestar del caballo y un
problema económico para la industria del caballo
Históricamente, las vacunas contra la influenza equina, se
componen principalmente de virus enteros inactivados, que proporcionan
protección contra la influenza a través de la inducción de una inmunidad
humoral de corta duración; Esto está en contraste con la inmunidad estimulada
por la infección natural, que es más robusta y de vida más larga debido a la la
estimulación de las respuestas inmunitarias tanto humorales como celulares. El
desarrollo de nuevas estrategias de vacunación que imitan más de cerca la
estimulación del sistema inmune inducida por la infección VIE, ha sido el foco
de desarrollo de la vacuna EIV en las dos últimas décadas. Por lo tanto, las
vacunas modernas compuestas de cualquiera de los virus, plásmidos de ADN de
influenza vivos atenuados o poxvirus vectores que codifican para proteínas de
virus de la gripe se desarrollaron y algunos se han comercializado. Hoy en día,
un nuevo enfoque de la vacunación VIE utilizando virus de la influenza viva
atenuada diseñado mediante genética inversa, también está en desarrollo.
Los virus de influenza pertenecen a la familia
Orthomyxoviridae y se clasifican como A, B y C sobre la base de diferencias
antigénicas en la nucleoproteína (NP) y proteína de la matriz (M1). EIV es un
virus de influenza tipo similar al tipo A del virus de influenza humana. Tipo
de influenza contienen ARN segmentados (alrededor de 13,6 kb) que consisten en
ocho fragmentos lineales, de cadena sencilla genómicas de polaridad negativa.
Seis segmentos de código para las proteínas individuales de hemaglutinina (HA),
neuroaminidasa (NA), nucleoproteína (NP), tres subunidades de la polimerasa
viral (PA, PB1 y PB2), una matriz de códigos de segmentos para 1 y 2 (M1 y M2)
y un segmento codifica para la proteína no estructural 1 (NS1) y la proteína de
exportación nuclear (NEP). En algunas cepas, el marco de lectura 1 PB1 codifica
para la proteína PB1-F2.
Debido a la segmentación del genoma, recombinación genética
puede ocurrir en las células infectadas simultáneamente con dos subtipos
diferentes de virus de la gripe. El reordenamiento de los genes HA o NA es la
base para el cambio antigénico, pero esto no se ha observado en caballos.
El subtipo H7N7 fue aislado de caballos en Checoslovaquia en
1956 (cepa prototipo: A/eq/Prague/1/56). El último brote confirmado se produjo
en 1979 en Italia, aunque este subtipo se aisló en la India en 1987 y Egipto en
1989. Sin embargo, se informó de las pruebas serológicas de la continua
circulación de este subtipo de virus en Europa Central y Asia en fecha tan
tardía como 1991. El virus de la influenza equina H7N7 todavía puede circular
en una forma subclínica y persistir en un nivel muy bajo en algunas partes del
mundo.
La gravedad de los signos clínicos de la enfermedad
inducidos por la infección EIV ha sido correlacionada con la síntesis local de
la interleucina-6 (IL-6) y el interferón (IFN). La gripe equina induce una alta
morbilidad y mortalidad en los potros, caballos en mal estado de salud y los
burros. En los adultos, la mortalidad se asocia generalmente con las
infecciones bacterianas secundarias que conducen a la pleuritis, neumonía o
púrpura hemorrágica.
Transmisión
interespecies
En 1989, se informó de una epidemia de gripe equina en el
noreste de China y resultó en una mortalidad de hasta 20% en algunos rebaños.
El virus causante de este brote (A/eq/Jilin/89) ha demostrado ser más
estrechamente relacionados con virus de la gripe aviar H3N8 que a virus de la
gripe equina en el caso. A pesar de una transmisión entre especies con éxito,
esta cepa no se extendió más allá o persisten en China. Sin embargo, este brote
ilustra el papel de las aves, como reservorio natural de los virus de influenza
A, en la posible aparición de nuevas cepas de virus de la gripe capaz de
infectar a los mamíferos. Transmisión mamíferos
a mamífero de la influenza A virus también se produce (por ejemplo, los cerdos
a humanos). En los últimos años, los virus de influenza aislados de perros (por
ejemplo, galgos) que sufren enfermedad respiratoria grave con un alto
porcentaje de mortalidad, fueron identificados como estrechamente relacionado
con el virus de la influenza equina (H3N8) y podrían indicar un nuevo caso de
la transmisión entre especies.
Selección de cepas
para vacunación
Las diferencias antigénicas entre H3N8 linajes “europeos y americanos “' son suficientes para
poner en peligro la protección cruzada y, en consecuencia, las directrices actuales
recomiendan que las vacunas contra la gripe equina contienen un representante
de cada uno ( H3N8 ) linaje . La recomendación actual del Panel de Expertos en
Vigilancia de la gripe equina es que las vacunas contengan un A / eq / South
Africa/4/2003 (H3N8) como virus ( linaje americano ) y un A/eq/Newmarket/2/93 (
H3N8 ) - como virus ( linaje europeo ) . La presencia de las cepas H7N7 del
virus de la gripe equina (es decir A/eq/Prague/56 o A/eq/Newmarket/77 ) no se
recomienda más en las vacunas.
Los brotes de gripe equina se han seguido produciendo en Europa,
América y otras partes del mundo desde 1989 (por ejemplo, Hong Kong en 1992, Dubai
en 1995 y Filipinas en 1997) . En las zonas previamente libres de la
enfermedad, la aparición o introducción de EIV indujeron brotes devastadores (por
ejemplo, África del Sur desde 1986 hasta 1987, India 1987). Hoy en día, sólo
Australia, Nueva Zelanda e Islandia son conocidas por permanecer libres de
gripe equina.
Respuestas inmunes protectiva
La infección de células epiteliales con EIV es probable
que estimule una respuesta inmune innata
en los caballos, como se describe en los seres humanos después de la infección
por virus de la influenza . Sin embargo, esta respuesta no se ha estudiado
extensamente en el caballo. Infección EIV se ha asociado con la síntesis local
de IL-6 e IFN , que es probable que sea IFN tipo I ( es decir, IFN / ). Tanto
la IL - 6 e IFN /. son las citoquinas pro -inflamatorias. IL - 6 es una
citoquina que muestra una amplia gama de actividades en las células B y T y
está implicado en el desarrollo de respuestas de IgA mucosa . IFN / presenta
una variedad de actividades inmunomoduladoras que afectan tanto innata (por
ejemplo, mejora de asesina natural ( NK) ) y la inmunidad adaptativa ( por
ejemplo, la promoción de la respuesta Th1 ) . La activación de las células NK ,
otro componente de la respuesta innata al virus de la gripe , está
probablemente involucrado desde la derivación in vitro de las células que
ejercen una actividad citotóxica genéticamente no restringida a las células
diana infectadas por EIV, ha sido
informado .
La infección natural con EIV confiere una inmunidad a largo
plazo a la re-infección. Experimentalmente, ponis estimulados para EIV por una
infección anterior están protegidos contra los signos clínicos y mediante
genética inversa.
Tanto las respuestas inmunes humoral y celular se han
demostrado para proteger contra la infección por EIV. Estas respuestas son susceptibles de ser
iniciado en los tejidos linfoides asociados nasales (NALT) de las vías
respiratorias superiores, que poseen un epitelio especializado conocido como
epitelio del folículo asociada (FAE). FAE se caracteriza por las células
membranosas microvillus (M) que entregan antígenos del virus a las células B y T del tejido linfoide subyacente.
La respuesta inmune
humoral
HA y NA moléculas son los principales objetivos de la
respuesta inmune humoral contra el virus de la influenza equina. En ponis
nativos, la infección experimental con EIV induce altos niveles de IgM en suero
(que por lo general declinan dentro de 50 días después de la infección ) , y el anticuerpo IgA específica para el
virus , IgGa y IgGb en suero y secreciones nasales.
En los mamíferos, IgA nasal puede ser muy importante para la
neutralización de virus de la gripe intracelular , para la prevención de la
diseminación del virus después de la infección , y para la protección cruzada
contra virus de la influenza antigénicamente
diferentes . Por lo tanto, una respuesta
inmune de la mucosa es importante para proteger a los caballos contra el EIV .
En los potros , IgA puede ser inducida localmente en la mucosa o transportado
desde el suero a las secreciones nasales en el caso de anticuerpos IgA dimérica
. Después de la infección experimental de ponis , suero y mucosa ( es decir,
nasofaringe y tráquea) IgA aumentó durante la segunda semana después de la
infección con EIV y declinó rápidamente ( sólo el 20 % de IgA en suero restante
2 meses después de la infección ) . La IgA como respuesta anamnéstica es más rápida y persistente que la respuesta primaria.
Niveles de anticuerpos fijadores del complemento medidos por hemólisis radial simple (SRH)
también aumentó significativamente en el suero de 7 días después de una
infección primaria de ponis. Sin embargo, la respuesta de anticuerpos SRH tiende
a disminuir rápidamente (sólo 25% del valor de pico 3 meses después de
la infección), y la mayoría de los caballos fueron negativos para anticuerpos
de SRH 62 semanas después de la exposición a EIV. IgGa y IgGb isotipos son
eficaces tanto en la fijación del complemento y ensayos de citotoxicidad
celular dependiente de anticuerpos in vitro, pero su función efectora in vivo
no ha sido determinada. IgGa / b anticuerpo específico del virus en suero
también se incrementó en 7 días después de la infección con EIV, pero declinó a niveles pre-desafío en un período
de 15 meses.
Pequeños cambios antigénicos en HA y NA epítopos (deriva
antigénica) permiten que el virus pueda evadir el sistema inmune humoral
protectora del hospedero. No existe protección cruzada entre los anticuerpos
contra los subtipos H7N7 y H3N8 de la gripe equina.
Respuesta inmune
celular
Infección por VIE
induce una inmunidad de largo plazo independiente de anticuerpos circulantes.
Ponies con títulos bajos o indetectables de anticuerpos específicos de HA
fueron clínicamente y virológicamente protegidos de la infección por desafío más de 1 año después de la infección
con EIV. En la ausencia de una respuesta de anticuerpos detectable, es probable
que una inmunidad mediada por células (CMI) era responsable de esta protección
. Sin embargo sólo hay unos pocos
informes sobre CMI después de la infección de la gripe equina.
Un complejo mayor de histocompatibilidad ( MHC ) restringido
de linfocitos T citotóxicos ( CTL ) la actividad específica de la gripe equina
se demostró 14 días después de la infección experimental y una respuesta significativa CTL específicas
de virus era aún detectable 6 meses después de la infección . Esta actividad se
incrementa en una segunda infección de la gripe. Por tanto, parece que en ausencia de cualquier anticuerpo
detectable, una respuesta de CTL es coincidente con la protección contra la
infección , aunque esta hipótesis no ha sido probado en caballos .
Recientemente, una regulación de ARNm que codifica el IFN , IL - 4 e IL - 2 se
muestra en células mononucleares de sangre periférica (PBMC ) y los ganglios
linfáticos 14 días después de la infección experimental , pero el significado
de ésta en relación con la protección se desconoce. Un ensayo
de medición específica de virus IFN - .
síntesis se ha publicado recientemente y puede ser adaptable a EIV en el futuro
próximo , por lo que la medición de la inmunidad celular contra este virus
será más fácil .
Las vacunas contra el
virus de la gripe equina
El objetivo principal de la vacunación antigripal es la
reducción de los signos clínicos de la enfermedad, con la consiguiente mejora
del bienestar animal que resulta en un periodo de convalecencia más corta y
reducir las infecciones secundarias. La eliminación reducida de virus tiene importantes
implicaciones para la propagación de la infección y es sin duda el otro gran
objetivo que debe lograrse mediante la vacunación. La vacunación también debe
proporcionar inmunidad a largo plazo, una respuesta eficiente de la memoria y de
la protección cruzada contra el virus de la influenza de diferentes cepas. Se
ha estimado que el 70 % de una población dada de caballos debe estar plenamente
vacunados para prevenir las epidemias de gripe.
En la evaluación de eficacia de la vacuna en los caballos,
la protección clínica contra la influenza equina se define por la ausencia de
fiebre y otros signos clínicos inducidos por la infección , tales como
secreción nasal y tos . Protección virológica se define por la ausencia de
virus en las secreciones de la mucosa tal como se detecta por titulación de
virus en extractos de hisopo nasal. ' La
seroconversión ' se define como un aumento significativo de anticuerpo .
Calendarios de vacunación pueden diferir de acuerdo a las
regulaciones de cada país, el tipo de vacuna y las recomendaciones del
fabricante de la vacuna. Sin embargo, un programa estándar para la vacunación
de la gripe equina requiere que los caballos vacunados principalmente tienen
que recibir una segunda vacunación dentro de los 3 meses. En general , las
vacunas de refuerzo deben ser administrados dentro de los 6 meses de la segunda
vacunación y al menos anualmente a partir de entonces , pero en algunos casos ,
los refuerzos se aplican con más frecuencia
.
Estrategias de vacunación actuales se pueden dividir en la
administración de las vacunas "vivas" o bien "muertas" .
Vacunas "muertas" son con virus completo , proteínas de las
subunidades y las vacunas de ADN. Vacunas "en vivo" incluyen el virus
atenuados o vacunas de vectores vivos basados en vectores de virus.
Vacunas "muertas" o inactivadas
Desde la introducción de las vacunas de EIV en la década de
1960, la mayoría de las vacunas contra la gripe equina disponibles
comercialmente contenía virus completo inactivado o subunidades. Las principales
ventajas de estas vacunas son la ausencia de patogenicidad, la replicación del
virus y posterior difusión entre los hospederos. Para la preparación de estas
vacunas, el VIE ha sido tradicionalmente cultivadas en huevos
de gallina embrionados. Para reducir la posterior reactogenicidad que puede
ocurrir a la inmunización repetida con la proteína del huevo, se han
desarrollado métodos de cultivo de tejidos.
Vacunas de virus de
influenza inactivado
Protección contra la enfermedad de la influenza conferida
por las vacunas inactivadas convencionales está fuertemente asociado con los
niveles de anticuerpos circulantes contra la HA, a condición de que la cepa de
la vacuna y la cepa infección de prueba sean genética y antigénicamente
similares. Por ejemplo, en un estudio inicial, ponis con una hemólisis radial
simple (SRH ) el nivel de anticuerpos > 154 mm2 fueron resistentes a la
infección con EIV , y resistente a los signos clínicos de la enfermedad con los
niveles de anticuerpos SRH > 85 mm2. En un segundo estudio, ponis fueron
protegidos de la infección con un nivel de anticuerpos SRH > 120 mm2, y de
signos clínicos de la enfermedad con anticuerpos SRH > 90 mm2 . Cabe señalar
que la gravedad de la enfermedad puede variar dependiendo del método de infección
(por ejemplo, la instilación por vía intranasal frente a nebulizado por aerosol
y el título del virus utilizado para la
infección de prueba , y estos factores podría influir en el nivel de anticuerpo
SRH requerido para la protección . Sin embargo está claro que los altos niveles de anticuerpo
SRH inmediatamente antes de la exposición al virus de la gripe juegan un papel
importante en la protección.
El isotipo de anticuerpos inducida por una vacuna contra el
virus de la gripe inactivada convencional ( A/eq/Kentucky/1/81 ) fue analizado y muestra estar compuesto
solamente por IgG(T) anticuerpos de vida corta post vacunación (menos de 100 días)(. IgG (t) anticuerpos son
conocidos por su eficacia en la neutralización de toxinas bacterianas y están
involucrados en la respuesta inmune a los parásitos intestinales. Los
anticuerpos de IgG (T) de isotipo no son capaces de fijar el complemento ,
pueden inhibir la fijación del complemento por otros anticuerpos de isotipo
IgG y por lo tanto son poco importantes
en la protección contra el VIE . Vacunas
sistémicas con todo el VIE inactivado requieren generalmente adyuvantes para mejorar el nivel
y la durabilidad de la respuesta. Las vacunas de virus completo inactivado con
adyuvante con fosfato de aluminio o hidróxido de aluminio no inducen actividad
CTL específica del virus de la gripe .
Gel de hidroxifosfato de aluminio amorfo (alhidrogel o Adjus
- phos ) son adyuvantes comunes, que , en ratones , estimulan la síntesis de IL
- 4 y activan las células Th2 , con una mayor IgG1 y la producción de IgE .
Otros adyuvantes incluyen polímeros de ácido acrílico reticulado con
polialilsacarosa , o una lipídica , no
de aluminio , adyuvante de doble fase ( MetaStimTM ) . Carbomer , un agente
emulsionante que es un ácido poliacrílico con un peso molecular extremadamente
alto , también se utiliza como un adyuvante. La inoculación intranasal de la
vacuna de la gripe inactivada con la toxina B del cólera (CTB) como adyuvante
se ha demostrado que induce una respuesta inmune local, compuesto e IgA y
anticuerpos neutralizantes específicos del virus , que protege los potros de la
infección con EIV . Vacunas inactivadas convencionales administradas por vía
intramuscular puede causar reacciones adversas muy ocasionales (por ejemplo,
dolor local y la hinchazón, pirexia ) .
Las vacunas de
subunidades
Vacunas de subunidades actual contiene proteínas HA y NA
purificados. Estas proteínas de membrana (antígenos) son generalmente adyuvada
con saponina de quillay (Quil A) o integrados en complejos inmunoestimulantes (
ISCOMTM1) para mejorar su antigenicidad . ISCOMsTM se forman a partir de una
matriz (es decir, una combinación de Quil A, fosfolípidos y colesterol), que
incorpora proteínas de membrana para dar, partículas auto adyuvantes estables ,
unidas por interacciones hidrofóbicas . En otras especies, las vacunas ISCOMTM
han demostrado una protección exitosa contra numerosos agentes patógenos. A
finales de 1980, una vacuna que contiene el antígeno HA ISCOM de
A/eq/Solvalla/79 (H3N8) ha demostrado inducir anticuerpos IgGab dura alrededor
de 25 semanas en tráquea y nasofaringe de los caballos.
A mediados de 1990 , una vacuna ISCOMTM ( EquipTM ; Pitman
-Moore ) que contiene la proteína HA de ambos, A / eq / Newmarket/77 ( H7N7 ) y
A/eq/Brentwood/79 ( H3N8 ) se evaluó en ponis antes de una infección de prueba
con A/eq/Sussex/89 ( H3N8 ), 15 meses después de tres inmunizaciones (
vacunaciones intramusculares dos 6 semanas de diferencia , y una vacuna de
refuerzo 5 meses después ) . Ponis vacunados mostraron una respuesta de
anticuerpos HRS contra ambos subtipos de virus después de la vacunación. Sólo
3/7 vacunados desarrollaron una fiebre leve y transitoria, pero los ponis vacunados fueron casi completamente
protegidos de la eliminación del virus después de la exposición
infección ( seis de siete ponis ) en comparación con el
grupo control (cero de cada cinco ponis). Dos animales vacunados ni siquiera
demuestran un aumento significativo de anticuerpo después de la infección
Con una cantidad equivalente de antígeno HA , una vacuna
contra el ISCOM indujo anticuerpos de SSR más eficientemente que una vacuna de
virus entero inactivado . Más recientemente ,una vacuna basada en ISCOM que
contienen HA de antígeno de Newmarket/77 ( H7N7 ) , Borl ¨ ange/91 ( H3N8 ) y
Kentucky/98 ( H3N8 ) ( EQUIP F , Schering- Plough Animal Health ), siempre
indujo una fuerte inmunidad protectora contra el desafío con VIE.
Potros recibieron dos vacunas intramusculares, con 6 semanas de diferencia, y fueron desafiados infectado con el virus de
la influenza Newmarket/1/93 4 semanas después de la segunda vacunación . Anticuerpos SSR séricos aumentaron después de la primera
inmunización y se reforzaron después de la segunda vacunación. Anticuerpos
específicos del virus fueron predominantemente de los isotipos IgGa e IgGb (
los mejores mediadores de fijación de complemento ( CF ) de anticuerpo y
dependiente de anticuerpos citotoxicidad de las células ) . IgGc e IgG (T ) virus específicas se incrementaron después de la segunda
inmunización . En secreciones nasales,
se detectaron anticuerpos IgG específicas para el virus. Ponis vacunados estaban completamente
protegidos contra signos clínicos de la enfermedad, pero el 43% mostraron eliminación del virus después de la infección de desafío. En otro estudio, la
administración vía mucosa de esta vacuna basada en ISCOM - ponis sistémicamente
cebados aumentó el nivel de IgA nasal después de la infección desafío, indujo
una protección completa contra los signos clínicos de la enfermedad y reducción de la duración de la excreción del
virus en comparación con los controles no vacunados. Sin embargo, la inmunidad
inducida por vacunas de subunidades es limitada y depende de la función de los
antígenos particulares en la protección. Potros vacunados con una vacuna de
subunidad que contiene Quil A como adyuvante no inducen una actividad de CTL
específica para el VIE.
En los seres humanos, una vacuna experimental basada en ISCOM, para la influenza que
contiene moléculas de HA se ha demostrado que aumenta la respuesta inmune
humoral y podría tener algunos efectos sobre CMI después de la vacunación en
comparación con una vacuna inactivada convencional.
En resumen, la eficacia de las vacunas de virus enteros
inactivados o de subunidades se basa en su capacidad para estimular altos
niveles de anticuerpo de SSR que se requieren para la protección. Sin embargo,
esta respuesta de anticuerpos es de corta duración, podría ser muy específico,
y la protección posterior podría ser sensible a la variación antigénica de los
virus de la influenza. En los caballos, la estimulación de una CMI específica para el virus de la gripe por
estas vacunas no se ha demostrado. La comparación de las diferencias entre las
respuestas inmunes inducidas por la inmunización con virus muertos o vacunas de
subunidades y la infección viral sugieren que el diseño de vacunas se puede
mejorar.
Vacunas de ADN
La administración de plásmidos de ADN ofrece una forma
diferente de la vacunación y la protección eficaz contra la infección de la
gripe se ha demostrado en varias especies (por ejemplo, ratones, hurones,
pollo. La vacunación de ADN resulta en
la expresión in vivo de las proteínas antigénicas, que conducen a la
estimulación de respuestas inmunes tanto humoral como celular. Este enfoque es,
por lo tanto ventajosa en comparación con el virus completo inactivado o
vacunas de subunidades. Técnicamente, el plásmido de ADN es barato de producir,
tiene una buena estabilidad y se puede liofilizar para su almacenamiento a
largo plazo.
En ratones, Olsen et al. demostraron que la administración con una
pistola de genes de plásmido de ADN que codifica la proteína A/eq/Kentucky/1/81
(H3N8) HA proporciona una protección completa contra la infección de prueba,
con la inducción de anticuerpos neutralizantes, los anticuerpos IgG virus
específicos en el suero y IgA sérica . Por tanto, el impacto de la piel
y la inmunización de la mucosa con una vacuna de ADN plásmido de codificación
para la proteína HA del virus de la influenza A/eq/Kentucky/1/81 se estudió en
el caballo.
Ponies fueron inmunizados por inyección pistola de genes en
los sitios de la piel y mucosas (60 sitios de la inyección por la inmunización,
3 vacunas en total, alrededor de 60 días entre cada uno). Caballos vacunados
fueron parcialmente a completamente protegidos frente a los signos clínicos de
la enfermedad y la eliminación del virus inducida por la infección desafío con
una cepa homóloga del virus de la gripe, 30 días después de la última
vacunación. Vacunación de ADN indujo IgGa y IgGb respuestas de anticuerpos en
suero (es decir, una respuesta de isotipo similar a la infección EIV), pero no
se detectaron respuestas de IgA de la mucosa. Respuestas linfoproliferativas
específicas del virus y sobre regulación de IFN-. ARNm se observó después de tres inmunizaciones con
la vacuna de ADN, pero difería marcadamente de las respuestas inducidas por la
infección vrius la gripe equina en términos de distribución regional (es decir,
sangre periférica, el drenaje o los ganglios linfáticos hiliares).
Protección resultante de la vacunación con ADN se asoció con
la presencia de ambos o de la inyección intramuscular de vacunas basadas en
vectores vivos induce la expresión de antígenos de EIV y estimula tanto las
respuestas inmunes humorales y celulares. Los anticuerpos séricos neutralizarán
infecciosa EIV y EIV-CTL específicos se lisar las células epiteliales
infectadas por anticuerpos de suero IgGa / IgGb y la IgG de la mucosa, que
apoyan la idea de que la IgA en mucosa
no es esencial para la protección. Ausencia de eliminación del virus se
correlacionó con la presencia de IgGb en
mucosa en el momento de la infección de desafío.
Sin embargo, como la IgA se ha demostrado ser una parte
importante de la respuesta inmune inducida por infección natural, las vacunas
de ADN se modificaron en un intento de lograr una respuesta tal. La
administración conjunta de ADN que codifica para la IL-6 no logró mejorar ya sea
la síntesis de IgA o protección contra la infección, pero puede haber causado
un cambio a una Th-2 como respuesta de anticuerpos . Otro estudio reciente
demostró la síntesis de IgA nasal después de dos vacunas intranasales ADN-HA
(33 días de diferencia, derivadas de la cepa A/eq/Kentucky/1/81) seguido de dos
vacunas de la piel / mucosa (36 días de diferencia). La co-administración de la
toxina del cólera (CT) y de CTB, que estimulan respuestas inmunes tanto
humorales como celulares, como adyuvante aumentó título de IgA nasal después de
la vacunación en comparación con la vacunación con ADN-HA sola.
Respuestas de anticuerpos IgA y IgGb también se incrementaron en CT + ADN-HA
ponis vacunados después de la infección reto con EIV (81 días después de la
última inmunización, la cepa A/eq/Kentucky/1/81) en comparación con ponis
vacunados. Sin embargo, los ponis vacunados fueron sólo parcialmente protegidos
contra los signos clínicos de la enfermedad y la eliminación del virus.
Curiosamente, algunos caballos estaban protegidos clínicamente, a pesar de
niveles muy bajos de anticuerpos en el suero en el momento de la infección de
desafío.
En resumen, la vacunación de ADN se utilizó para montar una
respuesta inmune protectora a la influenza específica en caballos con buena
longevidad en comparación con vacunas de virus inactivadas convencionales. Sin
embargo, los estudios han demostrado cierta variabilidad en el nivel de
protección de los signos clínicos de la enfermedad y la prevención de la
diseminación del virus lograda. El método de administración de las vacunas de
ADN (múltiples sitios de inoculación y múltiples inyecciones para cada
inmunización) es obviamente poco práctico para la práctica veterinaria. Una
vacuna de ADN contra el virus del Nilo Occidental se ha licenciado
recientemente en América del Norte y permitirá la evaluación de la viabilidad
de la vacunación de ADN en el campo.
Vacunas de virus vivo
/ vector
Hannant et al.
demostraron que la respuesta inmune inducida por la infección
experimental con el virus de la influenza equina protege caballos contra la
reinfección hasta por 1 año. Estos resultados sugieren que una vacuna contra el
virus de la gripe equina imitando la infección natural debe ser más eficiente
en ofrecer una protección que las vacunas inactivadas convencionales.
El uso de un virus modificado / virus vivos atenuados de la
gripe o un virus-vector de codificación en directo para las proteínas VIE son
los principales enfoques investigados en los últimos 20 años para producir una
vacuna con VIE vivo contra la influenza.
Vacuna viva atenuada
del virus de la influenza
La inmunización con un virus de la influenza vivo atenuado
imita la infección natural. Los antígenos se presentan al sistema inmune a
través de ambas vías exógenas y endógenas, y por lo tanto se espera que las
vacunas estimulen una respuesta inmune
similar a aquellos inducidos por la infección.
Virus de la gripe de
genoma recombinado
El genoma del virus de la gripe consta de ocho segmentos de
ARN de cadena sencilla. Reordenamiento genético puede ocurrir cuando una célula
se infecta simultáneamente con dos subtipos diferentes de influenza A virus. Un
virus de la gripe con un crecimiento limitado en mamíferos (por ejemplo, virus
de la gripe aviar) puede ser reordenadas con un virus de la gripe de mamíferos
para obtener un virus vivo atenuado capaz de inducir una respuesta inmune
protectora. Un recombinante que expresa proteínas internas del virus de la
gripe aviar A / Duck / Nueva York/6750/78 ( H2N2 ) y las glicoproteínas de
superficie del virus de influenza equina A/eq/Georgia/1/81 ( H3N8 ), fue evaluado en su la eficacia y seguridad en
hámsters y ponis. La exposición de los ponis a este recombinante indujo signos clínicos leves en comparación
con el virus de la influenza equina
parenteral. El recombinante indujo una respuesta de anticuerpos y se
derramó después de la infección. Cinco, y medio mes después de la exposición al
recombinante, ponis fueron parcialmente protegidos de una infección de desafío
con el virus de la influenza equina parenteral, la duración de la diseminación
del virus también se redujo ligeramente. La protección limitada observada en
este estudio puede tener su origen en la respuesta inmune generado contra
glicoproteínas de la superficie de la gripe equina producidas por el recombinante.
La respuesta generado contra proteínas internas aviar probablemente jugó en el
mejor caso un papel limitado en la
protección contra el virus de la gripe equina. Las vacunas basadas en
recombinantes aviar / equinos sin duda sería demasiado arriesgado utilizar.
Recombinantes podían estar seguros en
los caballos, pero inducir enfermedad en las aves. Por otra parte, el virus de
la gripe aviar puede transmitir directamente a los caballos, y ha causado un
brote severo en el pasado (es decir, la gripe equina en China durante 1989 por
una causa de la gripe aviar (H3N8). Teniendo también en cuenta las recientes
infecciones de humanos con el virus de la gripe aviar en Asia, el uso de tales
recombinantes para la vacunación de caballos causaría muchas preocupaciones de seguridad.
Virus de la gripe
adaptada al frío o sensible a temperatura (Ts)
Un virus de la gripe sensible a la temperatura se espera (Ts) muestra una disminución significativa (hasta
100 veces) en el título a una temperatura restrictiva (por ejemplo, 39º C) en
comparación con el título obtenido a una temperatura permisiva (por ejemplo,
34.ºC) . In vivo, el virus de la gripe Ts se multiplica de manera eficiente en el
ambiente más fresco del tracto respiratorio superior en los que inducen
respuestas inmunitarias locales y sistémicas. Sin embargo, la replicación es
ineficiente en el ambiente más cálido del tracto respiratorio inferior en los
caballos (38-39º C), donde la replicación del virus de tipo salvaje puede
inducir la bronquitis, bronquiolitis, neumonía intersticial, congestión y edema
También se ha
especulado que la temperatura corporal elevada de caballos podría reprimir la
reversión del virus. A finales de 1980, el clon Ts 8B1 (teniendo una lesión Ts
en el gen PA) se deriva de la reordenado
de influenza humana A Ts virus donante (teniendo lesiones Ts en la
polimerasa y los genes NP) con un tipo salvaje A/eq/Cornell/16/74 (H7N7) virus
de influenza equina. En el caballo, la instilación intranasal de clon 8B1 no
causó signos clínicos detectables o respuestas febriles. Virus de la vacuna que
fue diseminada retuvo el fenotipo Ts.
Después de desafío infectado (28 días
después de la última exposición a la vacuna) con el virus de la influenza H7N7
equina parental, ponis fueron parcialmente protegido y por completo de los
signos clínicos de la enfermedad y la eliminación del virus (21 de 40 ponis
vacunados no eliminan el virus después de la infección por inoculación)
A mediados de la década de 1990, clon 8B1 virus fue
utilizado como el virus de donantes con el tipo salvaje A/eq/Kentucky/1/81
(H3N8) virus de la gripe para producir un virus
recombinante H3N8 Ts (clon 255). Potros vacunados por una suspensión
nebulizada que contiene el virus recombinante
no mostraron signos clínicos después de la inmunización con Clone 255
pero hizo seroconversión para la
inhibición de la hemaglutinación (HI) de anticuerpos después de la exposición
al genoma recombinante, lo que indica antigenicidad del genoma recombinante.
Cuando fueron desafiados infectado con el virus de la gripe de los padres
A/eq/Kentucky/1/81 1 o 2 meses después de la inmunización, ponis vacunados
fueron completamente protegidos contra los signos clínicos de la enfermedad,
pero la eliminación del virus se observó en 20 a 33% de los ponis vacunados.
Ponies se mantuvieron protegida contra
los signos clínicos de la enfermedad cuando fueron desafiados 7 y 10 meses después
de la inmunización, pero el porcentaje de ponis con eliminación del virus aumentó a 55%.
Virus vivo adaptado al frío (Ts) de influenza equina también fueron producidos
por pases seriados en huevos embrionados de gallina a temperaturas reducidas
gradualmente a 26º C. Más recientemente, una adaptada al frío, Ts, la vacuna
contra el virus de la influenza equina viva modificada (Flu Avert ® 2 en la
vacuna; Intervet) derivado de la A/eq/Kentucky/1/91 virus de la influenza
(H3N8) de tipo silvestre, se ha evaluado y es comercialmente disponible en
América del Norte. Con una inmunización de la mucosa nasal, ponis vacunados
fueron completamente protegidos de los signos clínicos de la enfermedad cuando
se desafiaron 5 semanas más tarde con el
virus de la influenza A/eq/Kentucky/1/91 padres. Los vacunados mostraron
una protección clínica significativa cuando
se re-desafió 6 meses después de la vacunación y las temperaturas rectales más
bajas cuando los enfrentaron 12 meses después de la vacunación. La propagación
del virus también se redujo fuertemente después de la vacunación.
Sólo el 20% de los vacunados eliminó virus cuando
se desafío 5 semanas después de
la vacunación. Seis y 12 meses después de la vacunación, la duración de la
diseminación del virus ha disminuido significativamente en comparación con
ponis de control no vacunados. Aunque no se observó correlación entre la
respuesta de anticuerpos HRS y protección, ponis vacunados desarrollaron una
respuesta SSR anamnesis después de la exposición. Esta vacuna también se ha
demostrado que protege contra la infección de
potros con un virus de la gripe heterólogo. La vacunación estas con vacunas vivas atenuadas producen inmunidad a largo plazo que limita
claramente la duración y la gravedad de los signos clínicos y la eliminación
del virus después de la infección por inoculación con virus de influenza
equina. Sin embargo, estas vacunas no proporcionan una inmunidad estéril.
El uso de vacunas de virus de influenza modificados /
atenuados vivos siempre ha causado
preocupación por la alta tasa de mutación y recombinación potencial del
virus de la influenza. La naturaleza segmentada del genoma del virus de la
gripe podría permitir la recombinación con un virus de tipo salvaje que
cocircule y la subsiguiente pérdida de
atenuación o / y la aparición de un nuevo virus de la gripe altamente patógena.
En los seres humanos, sin embargo, una vacuna contra el virus de la influenza
viva atenuada (mezcla de dos virus de tipo A ( H1N1 y H3N2 ) y un virus de tipo
B ) ha sido aprobado y se encuentra actualmente en uso ( FluMist ® 3 ) . Por
otra parte, Rusia y los países de Europa del Este han estado usando vacunas de
la gripe humana en vivo durante décadas en los programas de vacunación, sin la
aparición de nuevos reagrupamientos de virus de la gripe. En los caballos, los
estudios han puesto de manifiesto la estabilidad fenotípica de los virus de
influenza adaptados al frío (Ts) equina en directo utilizado como
vacuna , su baja transmisión espontánea de ponis vacunados , y la ausencia de
signos clínicos de enfermedad inducidos por la vacunación en los potros con la
inmunosupresión inducida por el ejercicio.
Vacunas de vectores
basados en virus
Vacunas de vectores vivos recombinantes se construyen
insertando genes seleccionados entre el patógeno de interés en virus vivos,
infecciosos , pero que no causan la
enfermedad. Con vacunas de vectores basadas en virus , los antígenos virales se
expresan y sintetizan de novo dentro de la célula infectada . Por lo tanto ,
debido a que se presentan a través de MHC de clase I ( endógeno ) y de clase II
( exógenos) rutas de procesamiento de antígenos , los antígenos virales
seleccionados pueden estimular tanto las respuestas inmunes humorales y
celulares (Fig. 3A ) . Esta estrategia de vacunación ha sido el foco de intensa
investigación científica en muchas especies, incluyendo el caballo. Poxvirus recombinantes han sido ampliamente
utilizados para la vacunación. Los poxvirus son genéticamente estables y
permiten la inserción de un gran segmento de ADN que codifica para los antígenos
extraños seleccionados . Poxvirus recombinante derivado de vaccinia o viruela
aviar (es decir, virus de la viruela del canario) están en el mercado (3
FluMist es una marca registrada de MedImmuneVaccines Inc.) Las vacunas basadas
en canaripox recombinantes están disponibles
y varios se han desarrollado para el caballo.
A finales de 1980, la inmunización de caballos con virus
vaccinia recombinantes que expresan las proteínas HA y NA de virus de la gripe
equina responden con anticuerpos
inducidos éxitosamente (VN , HI y SSR ).
Más recientemente, Breathnach et al . investigaron la eficacia de una
inmunización inicial con un ADN que codifica la vacuna para las proteínas HA y
NP ( Kentucky/1/81 ) y vacunaciones de refuerzo , 6 y 10 semanas más tarde con
un virus de vaccinia modificado Ankara ( MVA )que codifica la mismas proteínas . Virus MVA es una cepa
muy atenuada del virus vaccinia que muestra un defecto en la replicación , que
se utiliza con frecuencia en protocolos de vacunación de
sensibilización-refuerzo . Tras un extenso pasaje in vitro, el virus de
vaccinia parental mejoró su replicación
deficiente en prácticamente todas las células de mamífero. La vacunación con
ADN primaria no indujo virus detectable respuestas inmunes humorales o
celulares específicas , pero la administración de refuerzo de MVA recombinante
indujo en suero altos títulos de
anticuerpos específicos IgGa y IgGb así
como una respuesta linfoproliferativa específica del virus y sobre regulación
de IFN - . ARNm .
Curiosamente, tanto los antígenos HA y NP estimularon las
respuestas inmunes humorales y celulares. La administración de una segunda
vacunación de refuerzo tuvo poco efecto en los anticuerpos específicos de virus
o de respuestas linfoproliferativas pero regulando de IFN - . ARNm . La eficiencia de tales
vacunas contra la infección EIV se investigó en un estudio reciente. Potros
fueron vacunados con MVA solo -HA (tres inmunizaciones) o como parte de un
calendario que incluye un cebado de ADN
y dos refuerzos posteriores con MVA - HA o MVA - NP (por ejemplo, ADN - NP más
MVA - NP). Potros vacunados con una vacuna
o asociado con un primer ADN MVA -HA fueron protegidos de manera
significativa contra los signos clínicos de la enfermedad y la eliminación del virus después de la
infección con VIE en comparación con ponis vacunados. La vacunación estimula
tanto las respuestas inmunes humorales y celulares, incluyendo una respuesta de
anticuerpos de IgA en la secreción nasal. Protección inducida por la vacunación
con MVA - NP fue menor, pero podría ser explicado por la ausencia de una
respuesta de anticuerpos VN, como NP es una proteína interna de EIV . Estos
estudios proporcionaron pruebas de que los vectores MVA recombinantes que
codifican para proteínas de EIV estimulan de manera eficiente el sistema
inmunológico y ofrecen un buen nivel de protección.
En 2003, una vacuna modificada en pox del canario con vector de virus de la
influenza (ProteqFlu ® 4; Merial Ltd., Reino Unido) fue autorizada en la Unión
Europea para su uso en caballos. Esta vacuna vectorizada en directo es segura,
debido a que el virus de la viruela del canario sufre una infección abortiva en
células de mamífero. Esta vacuna contiene dos virus recombinantes del canario
que codifican para las proteínas HA a partir de cepas Newmarket/2/93 y
Kentucky/94 EIV (cepas representativas de Europa y América, respectivamente)
adyuvada con Carbormer 974P. La eficacia de esta nueva vacuna comercializada ha
sido estudiada recientemente.
Native ponis recibieron una o dos vacunas intramusculares
con ProteqFlu ® y se expusieron 14 días después (4 ProteqFlu es una marca
registrada de Merial Ltd.) de la última inmunización con una cepa virulenta de
EIV (Newmarket/5/03; aislado recientemente en el Reino Unido, que indujeron a
la enfermedad grave después de la infección de campo). Después de la primera
inmunización, todos los potros vacunados desarrollaron niveles detectables de
anticuerpos de SSR y unos ponis montron una respuesta anamnésica después de la
segunda inmunización. Individualmente ponis vacunados no eliminan el virus y
fueron protegidos o desarrollaron sólo signos leves de la enfermedad después de
la infección de prueba con EIV y resultados similares se obtuvieron con ponis
vacunados dos veces. La excreción del virus fue casi completamente suprimido en
los vacunados
Un aumento de IFN - . y
la síntesis de proteínas se midió también en ponis vacunados después de
la infección con el desafío con VIE. Por lo tanto, ProteqFlu ® tiene éxito en
la prevención de la infección con cepas relacionadas deVIE . La inmunidad
inducida por esta vacuna está dirigida contra las proteínas HA que están
sujetos a la deriva antigénica. Por lo tanto se requiere una actualización
periódica de la vacuna para asegurar la eficacia continuada. Sin embargo, si
hay una discrepancia significativa entre HA vacuna y el virus circulante, la
primera línea de defensa (es decir, anticuerpos) puede fallar y una respuesta
de células T específica para el virus podría llegar a ser importante en la
promoción de la recuperación y eliminación de virus. Es necesario seguir trabajando
para evaluar el beneficio de la inclusión de vectores vivos recombinantes
adicionales que codifican para las proteínas más conservadas NP o M , que se
postulan para contener epítopos CTL inmunodominantes (y demostrado que induce
un buen nivel de protección en el caso de NP , para reforzar la respuesta de
los linfocitos T específicos del virus proporcionada por las vacunas como
ProteqFlu ®.
La inoculación sistémica es la ruta más frecuente de la
vacunación a base de virus de la viruela . Pocos estudios han evaluado la
eficacia de los poxvirus recombinantes entregados por vía mucosas. En ratones, la inmunización oral con una
vacuna contra la influenza a base de MVA proporcionó una protección completa
contra un desafío de la gripe letal. En los seres humanos , virus de la viruela del canario no se
considera como un fuerte inmunógeno de la mucosa. Sin embargo , la inmunización
intranasal con voctores de la viruela
del canario basado que codifican el
virus del moquillo canino genes ( CDV ) hemaglutinina y fusión, fueron protegidos hurones menores de edad contra un
desafío intranasal con virulenta CDV [ 76 ] . En los caballos, vacunación
contra la influenza de la mucosa con vectores basados en virus de la viruela
aún debe ser evaluada. Una preocupación con las vacunas basadas en virus de la
viruela es la presencia de inmunidad pre-existente específica para virus de la
viruela y su impacto en la posterior de la vacunación con la misma recombinante.
Supresión de la respuesta de anticuerpos a antígeno recombinante codificada por
un vector basado en vaccinia ha sido comunicada. Sin embargo, al menos en los
caballos, la vacunación con vacunas a base de viruela del canario no tuvo
ningún efecto discernible sobre la eficiencia de la inmunización posterior
utilizando el mismo vector que codifica para los antígenos homólogos o
heterólogos ( Dr. JH Minke , comunicación personal).
Virus de la influenza
viva atenuada diseñado por genética inversa
La genética inversa permite la generación de virus de la
gripe recombinantes enteramente artificiales de plásmidos de ADN clonados [79].
A mediados de la década de 1990, la aplicación del método de genética inversa
para virus de la gripe equina se estudió después de la generación de un virus
de la gripe atenuado por la inserción de una mutación en la cola citoplásmica
de la proteína NA [80]. Diez años antes de que la generación mediante genética
inversa de virus de influenza equina atenuadas que codifican una proteína NS1
truncada carboxi-terminal [81]. Brevemente, un virus recombinante infeccioso se
recuperó después de la transfección de una línea celular de riñón de perro
(MDCK) con plásmidos que codifican para cada uno de los ocho ARN de la gripe
(PB1, PB2, PA, HA, NP, NA, M y NS) de forma simultánea con la proteína plásmidos
de expresión (PB1, PB2, PA, NP y NS1).
Derivado de la A/eq/Kentucky/5/02 ( H3N8 ) virus de la
influenza , los 3 virus recombinantes obtenidos mostraron una capacidad de
replicación baja tanto in vitro en células MDCK , y también in vivo en huevos
de gallina embrionados (9 a 11- dayold ) o en ratones después de una infección
intranasal . La capacidad de los virus recombinante para inhibir la producción
de IFN / . por las células infectadas ( previamente asociados con la proteína
NS1 en el virus de tipo salvaje [ 82 ] ) , también fue disminuido [ 81 ] . Sin
embargo , el virus recombinante replicó bien en huevos de 7 días de edad de
gallina embrionados , que carecen de un sistema competente de IFN en
comparación con los huevos de 9 a 11 días de edad . Un IFN / inalterada . la
síntesis inducida por la infección celular con virus recombinantes es
interesante porque estas citoquinas poseen una actividad adyuvante potente
cuando se administra conjuntamente con una vacuna de la gripe humana , la
inducción de una respuesta inmune Th1 y la protección contra el desafío en ratones [ 83 ] . Un virus de influenza
equina con una proteína NS1 alterado podría ser una buena cepa maestra para las
vacunas de virus vivos atenuados , la genética
reversa que permiten la inserción de genes HA y NA de cepas del virus de
la influenza equina epidémicas . El
mismo enfoque ha sido sugerido en el contexto de la vacunación humana por
Schickli et al . [ 79 ]
La genética inversa también permite la generación de vacunas
de virus "cóctel" como lo demuestra la reciente vacuna bivalente en
directo para el virus de la parainfluenza e influenza. Este recombinante virus
de la gripe (A/WSN/33, H1N1) posee las regiones codificantes para el
ectodominio de la hemaglutinina / neuraminidasa de un virus parainfluenza de
tipo murino 1 (virus Sendai) en lugar de la neuraminidasa del virus de la
gripe. Los ratones vacunados estaban protegidos de una infección de desafío
letal con ambos virus parental [84]. Sin embargo, dicha combinación requiere
atención en la selección de genes. En este caso, la actividad de la sialidasa
de la ectodominio hemaglutinina / neuraminidasa del virus de la parainfluenza
compensado por la falta de la neuraminidasa del virus de la influenza necesario
para el virus bivalente para replicarse.
La genética inversa es un método eficiente para generar
virus de la influenza viva atenuada recombinante. Sin embargo, tales
recombinantes para el virus de la gripe equina aún no se han probado in vivo en
caballos para evaluar su antigenicidad y la eficacia en la protección contra la
infección por inoculación.
La genética inversa es un método eficiente para generar
virus de la influenza viva atenuada recombinante. Sin embargo, tales
recombinantes para el virus de la gripe equina aún no se han probado in vivo en
caballos para evaluar su antigenicidad y la eficacia en la protección contra el
desafío.
Efecto de los
anticuerpos maternos y la edad en la vacunación de la gripe equina
Los potros son muy sensibles a la enfermedad . Su única
defensa contra los patógenos son los anticuerpos maternos adquiridos a través
de la ingestión de calostro durante las primeras horas de vida. Esta inmunidad
pasiva puede proteger potros contra la influenza. Sin embargo , la duración de
los anticuerpos maternos en los potros es controvertido [ 85-87 ] , pero los
anticuerpos específicos de la gripe equina generalmente disminuir a un nivel
bajo pero detectable por 6 meses [ 88,89 ] . Protección de los potros se puede
mejorar mediante el aumento del título de anticuerpos protectores en el
calostro , principalmente por la vacunación de la gripe de la yegua unas pocas
semanas antes de parir . Potros de pura sangre son generalmente vacunados
temprano para evitar cualquier ventana de susceptibilidad ( cuando la
protección contra gripe no supone más por los anticuerpos maternos y aún no la
vacunación ) . Sin embargo , los anticuerpos derivados de la madre residuales
pueden reducir la eficacia de la vacuna , al menos en el caso de , subunidad
inactivados o vacunas de virus atenuados [ 87,89-91 ] . El desarrollo de la
tolerancia a los 3 meses de edad potros a la vacunación de la gripe
subunidad se ha informado [ 88 ]pero
sigue siendo controvertida [ 89 ] . Por lo tanto, la vacunación primaria debe
ser posterior a la completa desaparición de los anticuerpos maternos (es decir,
después de 6 meses de edad). El uso de virus basada -vectores de la gripe
equina en potros podrían eludir el efecto neutralizante de los anticuerpos
maternos en la eficacia de la vacuna . Un segundo factor que influye en la
eficacia de la vacuna es débil respuesta inmune del potro a la vacunación , lo
que resulta en una pobre protección , y se han asociado con una actividad
inmaduro de las células presentadoras de antígeno en comparación con los
caballos adultos [ 92 ] . Por lo tanto , el uso de vacunas diseñadas
específicamente para inducir una CMI fuerte podría ser menos eficaz de lo
esperado . Mecanismos de accionamiento de la maduración de inmunológico del
recién nacido sistema aún no se entiende completamente, y como resultado , los
esquemas de vacunación eficaces en potros todavía necesita investigación.
Otro factor que influye en la eficacia de la vacunación es
la vejez. La senescencia inmune observada en las poblaciones humanas y equinas
presenta algunas similitudes [93]. Actividad de las células B y T se altera
[94,95] y los títulos de anticuerpos EIV-específica son más bajos en los
animales de edad en comparación con los animales más jóvenes [94,96]. El uso de
virus de la influenza viva modificada / atenuada equina que la vacuna podría
ser un problema en este contexto de la inmunosupresión. Por lo tanto, la
vacunación anual con vacunas inactivadas o de subunidades convencionales es
probable que sea más seguro en esta población en particular. Serán necesarios
más estudios para evaluar el efecto de la edad sobre otros enfoques de la
vacunación (por ejemplo, ADN, vectores basados en virus de la viruela).
Conclusión
Hoy en día,
los principales tipos de vacunas contra la gripe equina en uso con virus
completo inactivado o subunidades. La protección otorgada por esta primera
generación de vacunas se basa en los altos niveles de anticuerpos protectores .
Las vacunas de segunda generación ( es decir, las vacunas vivas atenuadas y
basada en el virus de la viruela ) ya están disponibles. Estos estimulan tanto
humoral y celular la respuesta inmune y así imitan más estrechamente la
inmunidad protectora inducida por la infección natural con virus de la gripe .
Estas vacunas no son todavía ampliamente utilizados y es necesario tiempo para
evaluar su desempeño en el campo. Las rutas de entrega de las vacunas de ADN
siguen siendo un problema importante , a pesar de su capacidad para proteger a
los caballos contra la influenza. Se prevé que vivas atenuadas virus de la
influenza de ingeniería mediante genética inversa es casi seguro que será la
próxima generación de vacunas contra la gripe equina . Por tanto, una gran
batería de armas está disponible para el
clínico equino . Se utilizan varios modelos de animales de laboratorio ( por
ejemplo, roedores , hurones y monos) para evaluar la eficacia de la vacuna
contra la infección por influenza. Sin embargo, el modelo de caballo permite
estudios de campo de una serie de técnicas de vacunas en la población de
acogida natural, y la integración de los factores naturales externos (por
ejemplo, la dinámica de poblaciones , diversidad genética ) que pueden influir
en el resultado de la vacunación . Por lo tanto , el caballo es un modelo interesante
de la vacunación en la batalla en contra de la estrategia evolutiva del virus
de la gripe .
Referencias
[1] Wilson WD. Equine influenza. Vet
Clin North Am Equine Pract 1993; 9(2):257–82.
[2] Studdert MJ. Orthomyxoviridae.
In: Studdert MJ, Horzinek MC,
editors. Virus infections of
vertebrates, Virus Infections of equines. Amsterdam: Elsevier Science
Publishers; 1996. p. 281–4.
[3] Gibbs JS, Malide D, Hornung F,
Bennink JR, Yewdell JW. The influenza A virus PB1-F2 protein targets the inner
mitochondrial membrane via a predicted basic amphipathic helix that disrupts
mitochondrial function. J Virol 2003;77(13):7214–24.
[4] O’Neill RE, Talon J, Palese P.
The influenza virus NEP (NS2 protein) mediates the nuclear export of viral
ribonucleoproteins. EMBO J 1998;17(1):288–96.
[5] Hannant D, Mumford JA. Equine
influenza. In: Studdert MJ, Horzinek MC, editors. Virus infections of
vertebrates, Virus infections of equines. Amsterdam: Elsevier Science
Publishers; 1996. p. 285–93.
[6] Daly JM, Mumford JA. Influenza
infections. In: Leukeux P, editor. Equine respiratory diseases. Ithaca, NY:
International Veterinary Information Service (IVIS); 2001.
[7] Wattrang E, Jessett DM, Yates P,
Fuxler L, Hannant D. Experimental infection of ponies with equine influenza A2
(H3N8) virus strains of different pathogenicity elicits varying interferon and
interleukin-6 responses. Viral Immunol 2003;16(1):57–67.
[8] Fouchier RA, Munster V,
Wallensten A, Bestebroer TM, Herfst S, Smith D, et al. Characterization of a
novel influenza A virus hemagglutinin subtype (H16) obtained from black-headed
gulls. J Virol 2005;79(5):2814–22.
[9] Horimoto T, Kawaoka Y. Pandemic
threat posed by avian influenza A viruses. Clin Microbiol Rev
2001;14(1):129–49.
[10] Sovinova O, Tumova B, Pouska F,
Nemec J. Isolation of a virus causing respiratory disease in horses. Acta Virol
1958;2(1):52–61.
[11] Singh G. Characterization of
A/eq-1 virus isolated during the equine influenza epidemic in India. Acta Virol
1994;38(1):25–6.
[12] Ismail TM, Sami AM, Youssef HM,
Abou Zaid AA. An outbreak of equine influenza type 1 in Egypt in 1989. Vet Med
J Giza 1990;38(2):195–206.
[13] Madic J, Martinovic S, Naglic
T, Hajsig D, Cvetnic S. Serological evidence for the presence of A/equine-1
influenza virus in unvaccinated horses in Croatia. Vet Rec 1996;138(3):68.
[14] Waddell
GH, Teigland MB, Sigel MM. A new
influenza virus associated with equine respiratory disease. J Am Vet Med Assoc
1963;143:587–90.
[15] Guo Y, Wang M, Kawaoka Y,
Gorman O, Ito T, Saito T, et al. Characterization of a new avian-like influenza
A virus from horses in China. Virology 1992;188(1):245–55.
[16] Crawford PC, Dubovi EJ,
Castleman WL, Stephenson I, Gibbs EP, Chen L, et al. Transmission of equine
influenza virus to dogs. Science 2005;310(5747):482–5.
[17] Park AW, Wood JL, Daly JM,
Newton JR, Glass K, Henley W, et al. The effects of strain heterology on the
epidemiology of equine influenza in a vaccinated population. Proc Biol Sci
2004;271(1548): 1547–55.
[18] Daly JM, Yates RJ, Browse G,
Swann Z, Newton JR, Jessett D, et al. Comparison of hamster and pony challenge
models for evaluation of effect of antigenic drift on cross protection afforded
by equine influenza vaccines. Equine Vet J 2003;35(5):458–62.
[19] Yates P, Mumford JA. Equine
influenza vaccine efficacy: the significance of antigenic variation. Vet
Microbiol 2000;74:173–7.
[20] OIE. Conclusions and
recommendations from the consultation of OIE and WHO experts on equine
influenza, Newmarket, United Kingdom, September 18–19, 1995. OIE Bull 1996;108:482–4.
[21] Daly JM, Yates PJ, Newton JR,
Park A, Henley W, Wood JL, et al. Evidence supporting the inclusion of strains
from each of the two co-circulating lineages of H3N8 equine influenza virus in
vaccines. Vaccine 2004;22(29/30):4101–9.
[22] Tamura S, Kurata T. Defense
mechanisms against influenza virus infection in the respiratory tract mucosa.
Jpn J Infect Dis 2004;57(6): 236–47.
[23] Ramsay AJ, Husband AJ, Ramshaw
IA, Bao S, Matthaei KI, Koehler G, et al. The role of interleukin-6 in mucosal
IgA antibody responses in vivo. Science 1994;264(5158):561–3.
[24] Hannant D, Mumford JA. Cell
mediated immune responses in ponies following infection with equine influenza
virus (H3N8): the influence of induction culture conditions on the properties
of cytotoxic effector cells. Vet Immunol Immunopathol 1989;21(3/4):327–37.
[25] Hannant D, Jessett DM, O’Neill
T, Sundquist B, Mumford JA. Nasopharyngeal, tracheobronchial, and sytemic
immune responses to vaccination and aerosol infection with equine-2 influenza A
virus (H3N8). In: Powell DG, editor. Equine infectious diseases. V. Proceedings
of the Fifth International Conference. Lexington, KY: University Press of
Kentucky; 1987. p. 66–73.
[26] Slater J, Hannant D. Equine
immunity to viruses. Vet Clin North Am Equine Pract 2000;16(1):49–68.
[27] Kumar P, Timoney JF, Sheoran
AS. M cells and associated lymphoid tissue of the equine nasopharyngeal tonsil.
Equine Vet J 2001;33(3):224–30.
[28] Nelson KM, Schram BR, McGregor
MW, Sheoran AS, Olsen CW, Lunn DP. Local and systemic isotype-specific antibody
responses to equine influenza virus infection versus conventional vaccination.
Vaccine 1998;16(13):1306–13.
[29] Mazanec MB, Coudret CL,
Fletcher DR. Intracellular neutralization of influenza virus by immunoglobulin
A anti-hemagglutinin monoclonal antibodies. J Virol 1995;69(2):1339–43.
[30] Tamura
S, Funato H, Hirabayashi Y, Suzuki Y, Nagamine T, Aizawa C, et al. Cross-protection against influenza A
virus infection by passively transferred respiratory tract IgA antibodies to different
hemagglutinin molecules. Eur J Immunol 1991;21(6):1337–44.
[31] Galan JE, Timoney JF, Lengemann
FW. Passive transfer of mucosal antibody to Streptococcus equi in the foal.
Infect Immun 1986;54(1):202–6.
[32] McGuire TC, Crawford TB.
Passive immunity in the foal: measurement of immunoglobulin classes and
specific antibody. Am J Vet Res 1973;34(10):1299–303.
[33] Fujimiya Y, Perryman LE,
Crawford TB. Leukocyte cytotoxicity in a persistent virus infection: presence
of direct cytotoxicity but absence of antibody-dependent cellular cytotoxicity
in horses infected with equine infectious anemia virus. Infect Immun
1979;24(3):628–36.
[34] Hannant D, Mumford JA, Jessett
DM. Duration of circulating antibody and immunity following infection with
equine influenza virus. Vet Rec 1988;122:125–8.
[35] Hannant D, Jessett DM, O’Neill
T, Livesay GJ, Mumford JA. Cellular immune responses stimulated by inactivated
virus vaccines and infection with equine influenza virus (H3N8). In: Nakajima
H, Plowright W, editors. Equine infectious diseases. VII: Proceedings of
Seventh International Conference on Equine Infectious Diseases. Newmarket,
UK:R&W Publications Ltd.; 1994. p. 169–74.
[36] Soboll G, Horohov DW, Aldridge
BM, Olsen CW, McGregor MW, Drape RJ, et al. Regional antibody and cellular
immune responses to equine influenza virus infection, and particle mediated DNA
vaccination. Vet Immunol Immunopathol 2003;94(1/2):47–62.
[37] Paillot R, Daly J, Juillard V,
Minke JM, Hannant D, Kydd JH. Equine interferon gamma synthesis in lymphocytes
after in vivo infection and in vitro stimulation with EHV-1. Vaccine
2005;23(36):4541–51.
[38] Baker DJ. Rationale for the use
of influenza vaccines in horses and the importance of antigenic drift. Equine
Vet J 1986;18(2):93–6.
[39] EquiFluNet. Global surveillance
network for equine influenza.
[40] Newton JR, Texier MJ, Shepherd
MC. Modifying likely protection from equine influenza vaccination by varying
dosage intervals within the Jockey Club Rules of Racing. Equine Vet Educ
2005;17(6):314–8.
[41] Mumford JA, Wood J.
Establishing an acceptability threshold for equine influenza vaccines. Dev Biol
Stand 1992;79:137–46.
[42] Mumford JA, Jessett DM,
Dunleavy U, Wood JLN, Hannant D, Sundquist B, et al. Antigenicity and
immunogenicity of experimental equine influenza ISCOM vaccines. Vaccine
1994;12(9):857–63.
[43] Vogel FR, Powell MF, Alving CR.
A compendium of vaccine adjuvants and excipients. 2nd ed. Bethesda, MD:
National Institute of Allergy & Infectious Diseases; 1998.
[44] ChemIDplus. Polyacrylic acid,
RN 9003-01-4.
[45] Hannant D, Easeman R, Mumford
JA. Equine mucosal immune system: intranasal vaccination with inactivated
equine influenza virus protects from infection. In: Wernery U, Wade JF, Mumford
JA, Kaaden OR, editors. Equine infectious diseases. VIII. Proceedings
of the Eigth International
Conference on Equine Infectious Diseases. Newmarket, UK: R&W Publications
(Newmarket); 1999. p. 118–9.
[46] Sanders MT, Brown LE,
Deliyannis G, Pearse MJ. ISCOM-based vaccines: the second decade. Immunol Cell
Biol 2005;83(2):119–28.
[47] Mumford JA, Jessett DM,
Rollinson EA, Hannant D, Draper ME. Duration of protective efficacy of equine
influenza immunostimulating complex/tetanus vaccines. Vet Rec 1994;134:158–62.
[48] Crouch CF, Daly J, Hannant D,
Wilkins J, Francis MJ. Immune responses and protective efficacy in ponies
immunised with an equine influenza ISCOM vaccine containing an ‘American lineage’
H3N8 virus. Vaccine 2004;23(3):418–25.
[49] Crouch CF, Daly J, Henley W,
Hannant D, Wilkins J, Francis MJ. The use of a systemic prime/mucosal boost
strategy with an equine influenza ISCOM vaccine to induce protective immunity
in horses. Vet Immunol Immunopathol 2005.
[50] Rimmelzwaan GF, Nieuwkoop N,
Brandenburg A, Sutter G, Beyer WE, Maher D, et al. A randomized, double blind
study in young healthy adults comparing cell mediated and humoral immune
responses induced by influenza ISCOM vaccines and conventional vaccines.
Vaccine 2000;19(9/10):1180–7.
[51] Fynan EF, Webster RG, Fuller
DH, Haynes JR, Santoro JC, Robinson HL. DNA vaccines: protective immunizations
by parenteral, mucosal, and gene-gun inoculations. Proc Natl Acad Sci USA
1993;90(24):11478–82.
[52] Webster RG, Fynan EF, Santoro
JC, Robinson H. Protection of ferrets against influenza challenge with a DNA
vaccine to the haemagglutinin. Vaccine 1994;12(16):1495–8.
[53] Olsen CW, McGregor MW,
Dybdahl-Sissoko N, Schram BR, Nelson KM, Lunn DP, et al. Immunogenicity and
efficacy of baculovirusexpressed and DNA-based equine influenza virus
hemagglutinin vaccines in mice. Vaccine 1997;15(10):1149–56.
[54] Lunn DP, Soboll G, Schram BR,
Quass J, McGregor MW, Drape RJ, et al. Antibody responses to DNA vaccination of
horses using the influenza virus hemagglutinin gene. Vaccine
1999;17(18):2245–58.
[55] Soboll G, Nelson KM, Leuthner
ES, Clark RJ, Drape R, Macklin MD, et al. Mucosal co-administration of cholera
toxin and influenza virus hemagglutinin-DNA in ponies generates a local IgA
response. Vaccine 2003;21(21/22):3081–92.
[56] Mumford JA, Jessett DM, Hannant
D, Daly J, Uppal P, Yadav MP, et al. A model system for investigating immunity
stimulated by live equine influenza vaccines. In: Wernery U, Wade JF, Mumford
JA, Kaaden OR, editors. Equine infectious diseases. VIII. Proceedings of the
Eigth International Conference on Equine Infectious Diseases. Newmarket, UK:
R&W Publications (Newmarket); 1998. p. 44–9.
[57] Banbura MW, Kawaoka Y, Thomas
TL, Webster RG. Reassortants with equine 1 (H7N7) influenza virus hemagglutinin
in an avian influenza virus genetic background are pathogenic in chickens.
Virology 1991;184(1):469–71.
[58] Holmes DF, Lamb LM, Coggins L,
Murphy BR, Gillespie JH. Live temperature senseitive equine-2 influenza A virus
vaccine : production and efficacy in experimental ponies. In: Plowright W,
Rossdale PD, Wade JF, editors. Equine infectious diseases. VI. Proceedings of
the Sixth International Conference.
Newmarket: R&W Publications Ltd.; 1991. p. 253–8.
[59] Holmes DF, Lamb LM, Anguish LM,
Coggins L, Murphy BR, Gillespie JH. Live temperature-sensitive equine-1
influenza A virus: efficacy in experimental ponies. In: Powell DG, editor.
Equine infectious diseases. V. Proceedings of the Fifth International
Conference. Lexington, KY: University Press of Kentucky; 1988. p. 88–93.
[60] Youngner JS, Whitaker-Dowling
P, Chambers TM, Rushlow KE, Sebring R. Derivation and characterization of a
live attenuated equine influenza vaccine virus. Am J Vet Res 2001;62(8):1290–4.
[61] Townsend HG, Penner SJ, Watts
TC, Cook A, Bogdan J, Haines DM, et al. Efficacy of a cold-adapted, intranasal,
equine influenza vaccine: challenge trials. Equine Vet J 2001;33(7):637–43.
[62] Chambers TM, Holland RE, Tudor
LR, Townsend HG, Cook A, Bogdan J, et al. A new modified live equine influenza
virus vaccine: phenotypic stability, restricted spread and efficacy against
heterologous virus challenge. Equine Vet J 2001;33(7):630–6.
[63] Lunn DP, Hussey S, Sebing R,
Rushlow KE, Radecki SV, Whitaker-Dowling P, et al. Safety, efficacy, and
immunogenicity of a modified-live equine influenza virus vaccine in ponies
after induction of exercise-induced immunosuppression. J Am Vet Med Assoc
2001;218(6):900–6.
[64] Paoletti E. Applications of pox
virus vectors to vaccination: an update. Proc Natl Acad Sci USA
1996;93(21):11349–53.
[65] Moss B. Genetically engineered
poxviruses for recombinant gene expression, vaccination, and safety. Proc Natl
Acad Sci USA 1996;93(21):11341–8.
[66] Minke JM, Siger L, Karaca K,
Austgen L, Gordy P, Bowen R, et al. Recombinant canarypoxvirus vaccine carrying
the prM/E genes of West Nile virus protects horses against a West Nile
virus-mosquito challenge. Arch Virol Suppl 2004;(18):221–30.
[67] Minke JM, Fischer L, Baudu P,
Guigal PM, Sindle T, Mumford JA, et al. Use of DNA and recombinant canarypox
(ALVAC) vectors for equine herpes vaccination. Vet Immunol Immunopathol 2005,
in press.
[68] Dale B, Brown R, Kloss JM,
Cordell B, O’Moore B, Yilma T. Generation of vaccinia virus-equine influenza A
virus recombinants and their use as immunogens in horses. In: Powell DG,
editor. Equine infectious diseases. V. Proceedings of the Fifth International
Conference.
Lexington, KY: University Press of
Kentucky; 1988. p. 80–7.
[69] Breathnach CC, Rudersdorf R,
Lunn DP. Use of recombinant modified vaccinia Ankara viral vectors for equine
influenza vaccination. Vet Immunol Immunopathol 2004;98(3/4):127–36.
[70] Breathnach CC, Clark HJ, Clark
RC, Olsen CW, Townsend HG, Lunn DP. Immunization with recombinant modified
vaccinia Ankara (rMVA) constructs encoding the HA or NP gene protects ponies
from equine influenza virus challenge. Vaccine 2006;24(8):1180–90.
[71] Plotkin
SA, Cadoz M, Meignier B, Meric C, Leroy O, Excler JL, et al. The safety and use of canarypox vectored
vaccines. Dev Biol Stand 1995;84:165–70.
[72] Edlund Toulemonde C, Daly J,
Sindle T, Guigal PM, Audonnet JC, Minke JM. Efficacy of a recombinant equine
influenza vaccine against challenge with an American lineage H3N8 influenza
virus responsible for the 2003 outbreak in the United Kingdom. Vet Rec 2005;156(12):367–71.
[73] Paillot R, Kydd J, Sindle T,
Hannant D, Edlund-Toulemonde C, Audonnet JC, et al. Antibody and IFN-.
responses induced by a recombinant canarypox vaccine and challenge infection
with equine influenza virus. Vet Immunol Immunopathol 2006, in press.
[74] Bender BS, Rowe CA, Taylor SF,
Wyatt LS, Moss B, Small Jr PA. Oral immunization with a replication-deficient
recombinant vaccinia virus protects mice against influenza. J Virol
1996;70(9):6418–24.
[75] Wright PF, Mestecky J, McElrath
MJ, Keefer MC, Gorse GJ, Goepfert PA, et al. Comparison of systemic and mucosal
delivery of 2 canarypox virus vaccines expressing either HIV-1 genes or the
gene for rabies virus G protein. J Infect Dis 2004;189(7):1221–31.
[76] Welter J, Taylor J, Tartaglia
J, Paoletti E, Stephensen CB. Mucosal vaccination with recombinant poxvirus
vaccines protects ferrets against symptomatic CDV infection. Vaccine
1999;17(4):308–18.
[77] Rooney JF, Wohlenberg C, Cremer
KJ, Moss B, Notkins AL. Immunization with a vaccinia virus recombinant
expressing herpes simplex virus type 1 glycoprotein D: long-term protection and
effect of revaccination. J Virol 1988;62(5):1530–4.
[78] Kanesa-thasan N, Smucny JJ,
Hoke CH, Marks DH, Konishi
E, Kurane I, et al. Safety and
immunogenicity of NYVACJEV and ALVAC-JEV attenuated recombinant Japanese
encephalitis virus—poxvirus vaccines in vaccinia-nonimmune and vacciniaimmune humans.
Vaccine 2000;19(4/5):483–91.
[79] Schickli JH, Flandorfer A,
Nakaya T, Martinez-Sobrido L, Garcia-Sastre A, Palese P. Plasmid-only rescue of
influenza A virus vaccine candidates. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci
2001;356(1416): 1965–73.
[80] Bilsel P, Kawaoka Y. Generation
of a stably attenuated influenza virus by reverse genetics. In: Nakajima H,
Plowright W, editors. Equine infectious diseases. VII. Proceedings of Seventh
International Conference on Equine Infectious Diseases. Newmarket, UK: R&W
Publications Ltd.; 1994. p. 165–8.
[81] Quinlivan M, Zamarin D,
Garcia-Sastre A, Cullinane A, Chambers T, Palese P. Attenuation of equine
influenza viruses through truncations of the NS1 protein. J Virol
2005;79(13):8431–9.
[82] Kittel C, Sereinig S, Ferko B,
Stasakova J, Romanova J, Wolkerstorfer A, et al. Rescue of influenza virus
expressing GFP from the NS1 reading frame. Virology 2004;324(1):67–73.
[83]
Proietti E, Bracci L, Puzelli S, Di Pucchio T, Sestili P, De Vincenzi E, et al.
Type I IFN as a natural
adjuvant for a protective immune response: lessons from the influenza vaccine
model. J Immunol 2002;169(1):375–83.
[84] Maeda Y, Hatta M, Takada A,
Watanabe T, Goto H, Neumann G, et al. Live bivalent vaccine for parainfluenza
and influenza virus infections. J Virol 2005;79(11):6674–9.
[85] Liu IK, Pascoe DR, Chang LW,
Zee YC. Duration of maternally derived antibodies against equine influenza in
newborn foals. Am J Vet Res 1985; 46(10):2078–80.
[86] Van Oirschot JT, Bruin G, de
Boer-Luytze E, Smolders G. Maternal antibodies against equine influenza virus
in foals and their interference with vaccination. Zentralbl Veterinarmed
B 1991;38(5):391–6.
[87] van
Maanen C, Bruin G, de Boer-Luijtze E, Smolders G, de Boer GF. Interference of maternal antibodies with the
immune response of foals after vaccination against equine influenza. Vet Q
1992;14(1):13–7.
[88] Cullinane A, Weld J, Osborne M,
Nelly M, McBride C, Walsh C. Field studies on equine influenza vaccination
regimes in thoroughbred foals and yearlings. Vet J 2001;161(2):174–85.
[89] Wilson WD, Mihalyi JE, Hussey
S, Lunn DP. Passive transfer of maternal immunoglobulinisotype antibodies
against tetanus and influenza and their effect on the response of foals to
vaccination. Equine Vet J 2001;33(7):644–50.
[90] Conboy HS, Berry DB, Fallon EH, Holland
RE, Powell DG, Chambers T. Failure of foal seroconversion following equine
influenza vaccination. AAEP Proc 1997;43(22/23).
[91] Holland RE, Conboy HS, Berry
DB, Fallon EH, Powell DG, Tudor LR, et al. Age dependent of foal vaccination
for equine influenza: new evidence from the USA. In: Wernery U, Wade JF,
Mumford JA, Kaaden OR, editors. Equine infectious diseases. VIII. Proceedings
of the Eighth International Conference on Equine Infectious Diseases.
Newmarket, UK: R&W Publications (Newmarket); 1999. p. 547–8.
[92] Lopez AM, Hines MT, Palmer GH,
Knowles DP, Alperin DC, Hines SA. Analysis of anamnestic immune responses in adult horses and priming
in neonates induced by a DNA vaccine expressing the vapA gene of Rhodococcus
equi. Vaccine 2003;21(25–26):3815–25.
[93] Fermaglich DH, Horohov DW. The
effect of aging on immune responses. Vet Clin North Am Equine Pract
2002;18(3):621–30, ix.
[94] Goto H, Yamamoto Y, Ohta C, Shirahata
T, Higuchi T, Ohishi H. Antibody responses of Japanese horses to influenza
viruses in the past few years. J Vet Med Sci 1993;55(1):33–7.
[95] Horohov DW, Kydd JH, Hannant D.
The effect of aging on T cell responses in the horse. Dev Comp Immunol 2002;26(1):121–8.
[96] Horohov DW, Dimock A, Guirnalda
P, Folsom RW, McKeever KH, Malinowski K. Effect of exercise on the immune
response of young and old horses. Am J Vet Res 1999;60(5):643–7.
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