jueves, 8 de julio de 2010

ASPECTOS HISTÓRICOS Y CONTROL DE LA RABIA O DERRIENGUE EN MÉXICO. Eliseo Hernández Baumgarten

ASPECTOS HISTÓRICOS DEL DERRIENGUE EN MÉXICO
Eliseo Hernández Baumgarten (MV, Ph.D)

La rabia es una enfermedad del sistema nervioso central, que afecta a los animales de sangre “caliente” (Homeotermos). Entre los animales domésticos que tienen contacto con animales silvestres, están los bovinos, equinos y otros en menor grado y son atacados cada noche por murciélagos hematófagos también conocidos como vampiros (Desmodus rotundus). Durante mucho tiempo, la rabia paresiante o derriengue no fue identificada como rabia, hasta que Pawan en la isla de Trinidad y Tobago, encontró cuerpos de inclusión idénticos a los de Negri en el cerebelo de los bovinos. Una vez resuelto el enigma, fue posible desarrollar una vacuna inactivada para proteger a los animales contra esta enfermedad.

La rabia es una enfermedad infecciosa del sistema nervioso central, generalmente aguda, cuyo agente causal es un virus. Todos los animales de sangre caliente, incluyendo al hombre, son susceptibles en mayor o menor grado (1,2).
Desde el punto de vista epizootiológico la rabia puede dividirse en rabia de las zonas urbanas y rabia de los animales silvestres. Esta división, un tanto arbitraria, hace referencia al modo de transmisión y perpetuación de la rabia en las poblaciones animales.

1. La rabia en las zonas urbanas es principalmente la rabia transmitida por perros, aun cuando otras especies domésticas, como el gato pueden estar involucradas. Este tipo de rabia representa un serio problema de salud pública.
2. La rabia de los animales silvestres involucra a un gran número de especies animales, según el nicho ecológico de que se trate. La historia de la rabia en Europa indica que existían áreas de las que partían epidemias recurrentes de rabia en lobos o zorros. La rabia en los animales silvestres generalmente no es detectada a menos que ocurran brotes epidémicos mayores con un gran número de animales afectados y que ataquen animales domésticos o a personas. En los bosques de coníferas del norte de América (Estados Unidos y Canadá) el armiño, Mustela erminoe, es muy abundante y se han notado casos esporádicos en esta especie (3). Este animal parece ser la fuente más probable del virus que inicia brotes de rabia en los zorros del ártico y en los lobos. En Estados Unidos el zorrillo manchado, Spilogale putcrius, se ha encontrado infectado con el virus rábico, en tanto que otras especies no están simultáneamente infectadas. El zorrillo es sumamente susceptible (2). Las áreas pobladas por estas dos especies animales viven juntas, iniciando lo que se ha llamado “el ciclo zorro-zorrillo de perpetuación de la rabia”.

El zorrillo requiere de una fuerte dosis de virus para infectarse; una vez infectado, dura un periodo de varias semanas con ligeros síntomas clínicos de la enfermedad y excreta pequeñas cantidades de virus en la saliva. La excreción de virus en la saliva puede durar varias semanas antes de que el zorrillo finalmente sucumba a la enfermedad. El zorro por el contrario requiere de dosis muy bajas de virus para presentar la rabia. La cantidad de virus en la saliva del zorrillo rabioso es suficiente para infectar al zorro. Una vez infectado, el zorro desarrolla una encefalitis rápida con excreción de gran cantidad de virus en la saliva durante un corto periodo. La cantidad de virus excretado durante la rabia del zorro es suficiente para infectar a una variedad de animales, incluyendo el zorrillo, cerrándose así el ciclo (4).

La rabia silvestre afecta a una gran variedad de roedores y carnívoros en casi todos los países del mundo y son estos los probables responsables de la perpetuación de la rabia en diversos grupos de animales silvestres. La ausencia de la rabia en Australia, Hawai y otros países es probablemente debida a la ausencia de hospedadores silvestres y no a la vigilancia ejercida por esos países.

Las colonias de murciélagos también se han encontrado infectadas con el virus rábico (5). En América Latina se han encontrado infectadas con el virus rábico colonias de murciélagos hematófagos, Desmodus rotundus (6), encontrándose que el vampiro puede comportarse como un portador asintomático de la enfermedad en tanto que excreta virus en la saliva por periodos hasta de cinco meses (7).

Las características, tanto del vector como de la enfermedad en los animales domésticos, hacen de la rabia paresiante bovina (Derriengue) un capítulo parte en la ecología de esta enfermedad.

I. La rabia paresiante bovina

La rabia paresiante bovina transmitida por murciélagos vampiros es, por derecho propio, parte de la rabia de los animales silvestres. El comportamiento del vampiro y sus hábitos alimenticios lo colocan en una categoría aparte de otros animales silvestres. El murciélago vampiro se alimenta exclusivamente de sangre tanto de animales domésticos, como de otros animales silvestres. Bajo estas circunstancias tanto el vampiro normal como el vampiro rabioso atacan cada noche a varios animales. El vampiro empieza a excretar el virus rábico en la saliva antes de presentar signos clínicos de enfermedad y se convertirá en un transmisor muy eficiente de la rabia paresiante. Con mucho, el animal de que prefieren alimentarse los vampiros es el bovino; de ahí que el mayor impacto de la enfermedad se refleje en los bovinos y en menor proporción en otras especies animales.

Antes de la llegada de los españoles a América. Los “vampiros” europeos eran caballos y otros animales a los que se les consideraba capaces de “chupar” la sangre humana. El mito de Drácula adquirió forma de murciélago cuando empezaron a llegar de América los informes de la presencia de murciélagos hematófagos o “vampiros”. Estos animales eran conocidos y adorados por los indígenas de América.

Se le llamaba el señor de la noche, incluso hicieron esculturas del señor de la noche en las que se puede reconocer los característicos incisivos triangulares de estos animales. Aparentemente la infección por rabia de las poblaciones de murciélagos hematófagos y colonias de otros murciélagos ocurrió durante o después de la conquista. Esto quiere decir que los problemas con el virus rábico coincidieron con la llegada del ganado bovino a la Nueva España.

Durante muchos años, la causa de la mortalidad de los bovinos fue un misterio, tengamos en cuenta que los bovinos son callejones sin salida para el virus rábico, pues estos animales no utilizan la mordedura como una forma de defensa.

II. Metodología de control

Todo esfuerzo encaminado a resolver el problema de la rabia paresiante no puede ser enfocado desde el punto de vista simplista. Las pérdidas ocasionadas por la enfermedad son muy importantes (véase el capítulo II, 4, sin embargo, el ataque de los murciélagos vampiros, ocupa un renglón importante en las pérdidas ocasionadas a la ganadería subtropical. La solución satisfactoria a esta serie de problemas debe ser a lo largo de dos líneas de ataque. Primeramente se debe aplicar los métodos más eficientes para reducir la población de vampiros y en segundo término, se debe vacunar a todos los animales susceptibles y que habitan en las zonas en que existe el murciélago vampiro.

1. Tipos de vacunas. Desde que se identificó el agente causal de “Derriengue” como virus rábico (6), se empezaron a utilizar vacunas para la prevención de esta enfermedad. Esas primeras vacunas eran vacunas inactivadas producidas a partir de tejido nervioso de carnero infectado con el virus rábico. La primera vacuna de virus vivo modificado fue una vacuna avianizada (41) producida en embrión de pollo. Esta vacuna fue introducida a México 42), siendo este tipo de vacunas lo mejor con que se contaba en su tiempo y es muy laudable el que nuestros colegas mexicanos se hayan preocupado de elaborar la vacuna Flury de alto pasaje en embrión (HEP) en nuestro país. Por una u otra razón, en 1965 se tienen noticias de la ineficacia de la vacuna cepa Flury par detener un brote de derriengue, encontrándose que a los 6 meses de la vacunación no se encontraron anticuerpos en los animales vacunados (43). Entre otras cosas se observó que de nueve vacunas comerciales probadas sólo una llenaba los requisitos mínimos para su aprobación (44).

En 1971 se comprueba nuevamente que el nivel de anticuerpos conferido por estas vacunas es inadecuado y que los animales no estaban protegidos contra el desafió virulento (45). En 1967 y 1968 se empezó a probar en México una nueva vacuna desarrollada en Canadá (46) y preparada en cultivos primarios de riñón de cerdo. En pruebas críticas se encontró que ésta era una vacuna adecuada par la prevención de la rabia paresiante bovina (30, 47). Ante esta situación se retiraron del mercado mexicano las vacunas de embrión de pollo cepa Flury y se empezó a utilizar en gran escala la cepa ERA en todo el país.

Paralelamente a estos trabajos, el Proyecto de Investigaciones sobre Rabia Paralítica FAO/INIP* desarrolló una vacuna antirrábica a partir de un aislamiento (V319) de virus rábico de origen de murciélago vampiro (48, 49). Esta vacuna también es elaborada en cultivos celulares, lo que permite producción en gran escala a costo reducido. En la actualidad una masa de 100 000 cabezas de ganado en México han recibido la vacuna cepa V319** de origen murciélago vampiro.

*Organización para la Agricultura y la Alimentación y el Instituto Nacional de Investigaciones Pecuarias. .
** La cepa V319 a partir de la que se elabora la vacuna contra derriengue en el Instituto Nacional de Investigaciones Pecuarias, ha sido llamada también cepa Acatlán por razones “políticas” (¿?).

Estas dos vacunas ERA y V 319, son las únicas que se elaboran en cultivos celulares que han pasado las pruebas de control de calidad determinadas para este tipo de productos. Existen además otras dos vacunas contra el derriengue, producidas en cultivos celulares siendo, una a virus vivo y otra inactivada, que se están probando actualmente en nuestro laboratorio y que prometen ser productos biológicos adecuados.

La situación privilegiada que ocupa actualmente las vacunas ERA y cepa V319 es muy envidiada por firmas comerciales poco escrupulosas que han quedado rezagadas en la producción de este tipo de biológicos. La historia de la vacuna cepa Flury nos dio una lección muy valiosa y que es preciso no olvidar: La cepa avianizada producida por Koprowski (41), fue entregada a numerosas firmas comerciales. Después de muchos años de producción, la semilla maestra de esta cepa se agotó y en lugar de recurrir a Koprowski para que proporcionara nuevos lotes de semillas maestra, los laboratorios procedieron a recuperar el virus de las vacunas ya elaboradas. Además, algunos laboratorios simplemente compraron vacunas de otras firmas comerciales, tomando de ellas la cepa vacunal. Con esto, fue dando un número indeterminado de pases a la cepa HEP, hasta que ésta perdió su inmunogenicidad. Esto podría explicar los resultados desfavorables con esta cepa encontrados por Arellano et al. en 1971 (45)

Es probable que en la actualidad algunas firmas comerciales se sientan tentadas a repetir este tipo de “piratería” de cepas y que con cambiar el nombre de la misma, se crean a saldo de demandas por parte de los laboratorios que desarrollaron el producto. Si bien es cierto este tipo de procedimientos es posible, lo que no ven es que han dado un número adicional de pases a la cepa vacunal y que ésta puede perder su inmunogenicidad. En este caso se encontrarán con una cepa de virus rábico adaptado a cultivo de tejidos, pero no con una vacuna.

2. Métodos de aplicación. La gran mayoría de las vacunas antirrábicas que se han usado y actualmente en uso, son de aplicación intramuscular. La excepción son las vacunas de uso humano cuya aplicación más conveniente (más cómoda) es la subcutánea.

Paradójicamente a medida que las vacunas se han ido mejorando, su manejo se hace cada vez más delicado. Las vacunas inactivadas pueden resistir una o varias semanas sin refrigeración sin perder su poder inmunizante aunque de corta duración. Las vacunas avianizadas debían mantenerse en refrigeración constante y sólo reconstituir antes de su uso el número de dosis que iba a usarse.

Las vacunas antirrábicas de virus vivo preparadas en cultivos celulares son las más delicadas en su manejo. Hay buenas razones para la tediosa lista de precauciones de manejo de estas vacunas. Si bien su bajo contenido de proteínas extrañas hace nulo el riesgo de choques anafilácticos al a revacunación, su mismo bajo nivel de proteínas hace que el virus este poco protegido y por lo tanto cualquier mal manejo de la vacuna resultará en una pérdida de su potencial. Las vacunas antirrábicas preparadas en cultivos celulares deben manejarse siempre en refrigeración; transportarse hasta el corral en donde se van a vacunar los animales en una caja de espuma plástica (aislante) con suficiente hielo para todo el día. Solo debe reconstituirse un frasco de 10 dosis a la vez. El frasco de vacuna que se ha reconstituido, deberá aplicarse en su totalidad durante la siguiente hora de su preparación. Deberá trabajarse siempre bajo una sombra, evitando la exposición de la vacuna a los rayos directos del sol. Deberá regresarse el fresco con las dosis no usadas al hielo y si no se va a vacunar a un animal inmediatamente después de cargada la jeringa, ésta deberá mantenerse también con hielo. Es conveniente cargar una sola dosis en la jeringa en cada ocasión, a menos que se tenga a varios animales bien sujetos y listos para vacunarse. Con el fin de evitar la transmisión de hemoprotozoarios se recomienda utilizar una aguja para cada animal, procediendo a lavarlas y hervirlas antes de usarlas nuevamente.

Estas precauciones podrán aparecer exageradas a primera vista pero nuestras pruebas de laboratorio con varias vacunas indican que son indispensables.

3. Control del vector. Los métodos del control del vampiro han evolucionado considerablemente a través del tiempo. Se ha probado dinamitar las cuevas, usar gases venenosos y otros sistemas semejantes, cuya falta de selectividad ha caudado problemas a la ecología de la región. El único método selectivo con que se contaba consistía en colocar trampas a la entrada de las cuevas y examinar a cada quiróptero que quedará atrapado en ellas. Si se trataba de un vampiro se le mataba y si era otro tipo de murciélago se le dejaba en libertad. Como podrá suponerse este sistema resultó demasiado lento y costoso para producir una reducción significativa en la población de vampiros en una región.

Recientemente el Departamento del Control de Vampiros del INIP de México, en colaboración con el Departamento de Caza y Pesca de los Estados Unidos de Norte América inició una nueva metodología para el control de los murciélagos vampiros (50, 51). Este método consiste inaplicar un anticoagulante (difenadiona) suspendido en un gel de petrolato al dorso de vampiros capturados en los corrales alrededor del ganado. Cada vampiro tratado lleva suficiente producto vampiricida para contaminar a 10 vampiros en la cueva. Cuando los vampiros consumen el producto al limpiarse la piel y el pelo, mueren por hemorragias masivas. La consistencia del producto es importante ya que debe ser lo suficientemente pegajosa como para hacer que el vampiro se sienta incómodo y se limpie la piel (esta operación la efectúan con las uñas de las patas y con la lengua). La susceptibilidad del vampiro del vampiro a los anticoagulantes es desacostumbradamente alta. Una dosis que no tiene efecto en un ratón (5 mg por kg de peso, por ejemplo) es letal para el vampiro. Esto da un amplio margen de seguridad para el manejo del producto ya que la definadiona se emplea a dosis terapéuticas para el hombre a niveles hasta de 30 mg diarios. Para mayor información se remite al lector a una información especializada (52).


REFERENCIAS

1. Jonson, H.N. Rabies virus, in Viral and Rickettsial infections of Man. J. H. Lippincot Co. 4th ed. Pp 819-840, 1965.
2. World Health Organization, Expert Committee on Rabies, Sixth Report, WHO, Geneva, Switzerland, 1973.
3. Plummer, P.J. G. Rabies in Canada with special reference to wild life reservoirs. Bulletin of the World Health Organization. 10:767-774, 1954.
4. Baer, G Comunicación personal, 1964.
5. Lenette, E.H. Soave, O A., Nakamura, Kand Kellogg G. H. A. Fatal human case of rabies following the bite of rabid bat (Lasionjcteris noctivagans), isolation and identification of the virus from the vector and victim. Journal of Laboratory Clinical Medicine, 5 55: 89-93, 1960.
6. Pawan, J.L. The transmission of paralytic rabies in Trinidad by the vampire bat (desmodus rotundus murinus, Wagner, 1980). Anals of tropical Medicine and Parasitology. 30: 101-131, 1936.
7. Queiroz Lima, E. De. A. Trasmisao de raiva bovina pelo morcego hematophago Desmodus rotundus, Brasil Medico. 48: 39-40, 1934.
8. Atanasiu, P. Le virion rabique. Economie et medicine Animal. 5:257-268, 1971.
9. Andrewes, C., and Pereira, H; G., Viruses of vertebrates. Edited by Williams Wilkins Co. 1972.
10. Hackett, A.J., Schafer, F. L. And Machin, S.A. The separation of infectious and autointerfering particles in vesicular stomatitis virus preparations. Virology 31:114-119, 1967.
11. Hummler, K., Armstrong, D., and Tomasini, N. Cytopathogenic Mycoplasma associated with two human tumors II. Morphological aspects. Journal of Bacteriology 90:511-516, 1965.
12. Hummler, K., Armstrong, D., and Tomasini, N. Cytopathogenic Mycoplasmas associated with two human tumors II. Morphological aspects Journal of Bacteriology 90:511-516, 1965.
13. Hernández Baumgarten, E.M. Comparative electron microscope studies of the virus-cell interactions associated with several tissue culture adapted strains of rabies virus Written examination for the requirements for the Ph. D. Degree at the University of California. 1972.
14. Kuwert, E., Wiktor, T.J., Sokol, F., and Koprowski, H. „Hemmagglutinarion by rabies virus”. Journal of virology 2:1381-1392, 1968.
15. Pérez Villareal, L. And Holland, J.J. Trsnscribing complexes in cells infected by vesicular stomatitis virus and rabies virus. Journal of virology, 14: 441-450, 1974.
16. Greenhall, A.M. Lucha contra los murciélagos vampiros. Boletín de la Oficina Sanitaria Panamericana 71 (3): 231-264, 1971.
17. Greenhall, A. M., Schmidith, U and López-forment W. The attacking behavior of the vampire bat, Desmodus rotundus (E. Goeffroy, Saint-Hilarie) under field conditions in Mexico. Biotropica, vol. 3 (1): 136-141, 1971.
18. Campos Vela, J. M. Identificación de la ingesta gástrica para determinar los huéspedes del murciélago Desmodus rotundus como contribución a la epizootiología de la rabia paralítica en México. Tesis para obtener el grado de Médico Veterinario, UNAM, 1972.
19. Flores Crespo, R., Linhart, S. b., Burns, R.J. and Mithcell, G.C. foraging behavior of the common vampire bat related to moonlight, Journal of Mammology, 53:336-368, 1972.
20. Goodpasture, E. W.A. study of rabies with reference to a neural tramsmision of the virus in rabbits and the structure and significance of Negri bodies. American Journal of Pathology 1:547-552, 1925.
21. Johnon, R.T.; “The pathogenesis of Herpes virus encephalitis I virus pathway to the nervous system of suckling mice demostrated by fluorecent antibody” Journal of Experimental Medicine, 119:343, 1964.
22. Rabín, E.R., Jenson, A.B. and Melnick, J. L. “Herpes simplex virus inmice: electron microscopy of neural spread”. Science 162:126-134, 1968.
23. Schindler, R. Studies on the pathogenesis of rabies. Bulletin of the Worls Health Organization. 25:119-126, 1961.
24. Dean. D.J., Evans, W. M. And McClure, R.C. Pathogenesis of Rabies bulletin of the Wold Health Organization. 28:447-486, 1963.
25. Johnson R. T., Experimental rabies. Studies of cellular vulnerability and pathogenesis using fluorescent antibody staining. Journal of Neuropathology and experimental neurology, 24:662-668, 1965.
26. Singer, M. And Byrant, S.V., Moviements in the myelin Schwann sheath of the vertebrate axon. Nature 221:1148-1149. 1969.
27. Burwood, W. O. Rapid bidirectional particle movement in neurons. Journal of Cell Biology 27:115 a 1965.
28. Du Praw E.J. The functional organization of neurons in Cells and Molecular Biology. Academic Press, Inc., Fifth Printing, 1970.
29. Arellano S. C., Sureau, P y Zavala F., O Estimación de la frecuencia de la infección y detección de portadores sanos en vampiros naturalmente infectados. VIII Reunión anual INIP, 1971.
30. Arellano, S. C. Sureau, P, Batalla, C., D. Evaluación de la eficacia de la vacuna antirrábica cepa “ERA” en bovinos: I Antigenicidad Técnica Pecuaria en México 18: 12-15. 1971.
31. Bell, J. F. Abortive rabies infection.. Journal of Infectious diseases. 114:249-257, 1964.
32. Bijlenga, G. Hernández B. E.M., y Mar C., R. Infección abortiva de rabia. VIII Reunión Anual INIP, 1971.
33. Valdez ornelas, O. and Atristain, G. Bat rabies in Mexico. Southern Veterinarian 1:13-16, 1964.
34. Malaga Alba, A. La rabia de los murciélagos como problema veterinario y de salud pública tropical. Ciencias Veterinarias 4:520-531, 1959.
35. Prieto F. Comunicación personal, 1968.
36. Koprowski, H. The Mouse inoculation test in Laboratory Techniques in Rabies Ed. By Kaplan, M. M. And Koprowski, H. World Health Organization Monograph Series No. 23 Third edition, 1973.
37. Lepine. O. Histopathological diagnosis in Laboratory Techniques in Rabies. Eds Kaplan, M.M. and Koprowski H. Wold Health organization Monograaph series No. 23 Third edition, 1973.
38. Dean,. O J. And Abelseth, M. K. The fluorescent antibody test in Laboratory Techniques in Rabies, Eds. Kaplan M.N., an Koprowski, H. World Health Organization monograph series No 23, Third editon, 1973.
39. Nekane, P.K. and Pierce, g.B. “Enzyme labeled antibodies for the light and electron microscopic localization of tissue antigens”. Journal of Cell biology. 33:307-317, 1967.
40. Mancisidor N. A y Arellano, S. C. Aislamiento en cultivo celular a partir de saliva y cerebro de ratones lactantes experimentalmente infectados. VII Reunión Anual INIP. 1971.
41. Keprowski, H. Studies on chick.embryo-adapted rabies virus. VII. Inmunological responses of animals to vaccinations with high egg passage of Flury strains. Journal of Inmunology. 72:503-510, 1954.
42. Camargo N,. F y Velázquez E., A. Desarrollo y producción en México de la vacuna avianizada para el control del Derriengue. Boletín de la Oficina Sanitaria Panamericana 43: 251-259, 1957.
43. Baer, G. M. Rivera, c., E. Mancisidor, A., A Títulos de sueroneutralización contra el Derriengue producidos por una vacuna autógena. Técnica Pecuaria en México 6: 11-15, 1965.
44. correa, G. P. y Solana M. P. Potencia de vacunas contra derriengue adquiridas contra el Derriengue producidos por una vacuna autógena. Técnica Pecuaria en México 18: 22-26, 1966.
45. Arellano S. C., Sureai P., Batalla C. D. y Morales R. J. Evaluación de la vacuna cepa fluir contra la rabia paralítica bovina. Técnica Pecuaria en México 19:9-14, 1971.
46. Abelseth, M. K an attenuated rabies vacine for domestic animals produced in tisúes culture. Canadian Veterinarian 5: 279-286, 1964.
47. Sureau, P., Arellano S., C y Batalla C. D. Evaluación de la eficacia de la vacuna antirrábica cepa “ERA” en bovinos: II duración de Inmunidad. Técnica Pecuaria en México 18: 16-21. 1971.
48. bijlenga, G. and Hernández Baumgarten E.M. “Testing of the vaccine potencial of the plaque purified rabies virus strain V 319, derived from a vampire bat (Desmodus rotundis) in México”. American Journal of Veterinary Research (in the press), 1975.
49. Bijlenga, G. And Hernández Baumgarten E.M. “Testing of the vaccine potential of the plaque purified rabies virus strain V 319, derived from a vampire bat (Desmodus rotundus) in Mexico”. American Journal of Veterinary Research (in the press), 1975.
50. Linhart, S B. Flores Crespo, R y Mitchell G. C. Control de murciélagos vampiros por medio de un anticoagulante. Boletín de la Oficina Sanitaria Panamericana 73 (2): 100-109, 1972.
51. Flores Crespo, R, Said, S y Burns, R. J. Reducción de la dosis de anticoagulantes (difenadiona) para el control de los vampiros Técnica Pecuaria en México, 23:19-22, 1972.
52. Flores Crespo, R y Morales R. J. Métodos para combatir los vampiros y prevenir la rabia bovina. Boletín Informativo del INIP, 1975.

2 comentarios:

  1. La rabia de los animales silvestres involucra a un gran número de especies animales, según el nicho ecológico de que se trate. La historia de la rabia en Europa indica que existían áreas de las que partían epidemias recurrentes de rabia en lobos o zorros. La rabia en los animales silvestres generalmente no es detectada a menos que ocurran brotes epidémicos mayores con un gran número de animales afectados y que ataquen animales domésticos o a personas.
    La rabia paresiante bovina transmitida por murciélagos vampiros es, por derecho propio, parte de la rabia de los animales silvestres. El comportamiento del vampiro y sus hábitos alimenticios lo colocan en una categoría aparte de otros animales silvestres. El murciélago vampiro se alimenta exclusivamente de sangre tanto de animales domésticos, como de otros animales silvestres.

    Es necesario resolver el problema de la rabia paresiante en la ganadería subtropical. La solución satisfactoria debe ser a lo largo de dos líneas de ataque. Primeramente se debe aplicar los métodos más eficientes para reducir la población de vampiros y en segundo término, se debe vacunar a todos los animales susceptibles y que habitan en las zonas en que existe el murciélago vampiro

    ResponderEliminar
  2. Eliseo Hernández B.13 de julio de 2010, 15:20

    Los vampiros tienen un hábito verdaderamente adorable en el mundo animal "Blood shering" consiste en que los animales jóvenes y aptos, salen al campo a morder animales y al regresar a la cueva regurgitan parte de la sangre para alimentar a los que no pueden salir a hacerlo, es decir a los muy jóvenes y a los muy viejos y yo creo que de esta forma se transmite la rabia por via oral. Los vampiros son portadores sanos del virus rábico y lo transmiten por la saliva durante períodos muy largos. En otros murciélagos lo que se presenta son síntomas nerviosos con comportamiento aberrante como volar de día o tratar de alimentarse de animales sin ser vampiros. Eventualmente mueren, pero algunas hembras pueden enfermar clínicamente durante la gestación y lo transmiten por aerosol a toda la colonia. El período de incubación es muy largo y cuando alcanzan a vivir hasta la llegada del invierno, el avance del virus se detiene durante la hibernación.

    ResponderEliminar