miércoles, 17 de noviembre de 2010

ACTUALIZACIÓN SOBRE LA INFLUENZA PORCINA. 2010. M. Simon Grife, G. E. Martin Valls, J. Casal Fábrega

Actualización sobre la influenza porcina
SUIS Nº 72 Noviembre 2010 n 15

La influenza o gripe porcina es una enfermedad infecciosa producidapor Orthomixovirus que afecta a una gran variedadde especies entre las que se incluyen humanos, cerdos, équidos y aves. En los mamíferos cursa clínicamente de manera abrupta con signos respiratorios y fiebre. n los últimos tiempos la gripe ha sido tema de actualidad, en primer lugar debido la aparición de la gripe aviar altamentepatógena por virus H5N1 en el sureste asiático y su posterior extensión hacia Europa a través de aves silvestres en el año 2006. Más recientemente, en abril de 2009 las alarmas se encendieron con la aparición en México de la nueva variante de H1N1 y su posterior extensión al resto del mundo. El nombre de gripe porcina que se dio inicialmente a este último brote ha servido para aumentar el interés por la gripe en esta especie y para constatar que realmente hay un desconocimiento importante de algunos aspectos de la infección en los cerdos. En este artículo revisamos brevemente los conocimientos existentes sobre esta infección en el porcino.


ETIOLOGÍA
La influenza o gripe porcina es una enfermedad
causada por virus del género Influenzavirus tipo A pertenecientes a la familia Orthomyxoviridae . Los virus influenza se dividen en subtipos dependiendo de las dos glicoproteínas de superficie: la hemaglutinina (HA) y la neuraminidasa (NA). La HA está implicada directamente en el proceso de infección puesto que permite al virus unirse a receptores de la membrana celular y colonizar la célula (Murphy et al., 1999). Por otro lado, la NA permite la liberación de viriones y así facilita la salida del virus de la célula y su diseminación a otras células no infectadas (Murphy et al., 1999). En total se han descrito 16 tipos de hemaglutinina (H1-H16) y 9 de neuraminidasa (N1-N9).
El genoma de los influenzavirus tipo A está fragmentado en ocho segmentos de ácido ribonucleico (ARN), una particularidad que facilita la posible recombinación genética entre diferentes virus que estén infectando simultáneamente a la misma célula. Por otra parte, los virus ARN están sometidos a una fuerte deriva genética debido a la elevada tasa de errores de la ARN polimerasa.
Distribución y origen de los subtipos del virus de la influenza porcina
Los subtipos H1N1, H1N2 y H3N2 de virus influenza son los más frecuentemente reportados en el porcino en todo el mundo (Olsen et al., 2006). No obstante, los orígenes y las características genéticas y antigénicas de estos virus difieren según el continente o región en el que se aislen, debido tanto al fenómeno de recombinación como al de la deriva genética. Estas diferencias son especialmente evidentes en el caso del subtipo H1N1: el virus presente en América (llamado H1N1 porcino “clásico”) se originó directamente del H1N1 causante de la “gripe española” del año 1918 (Shope, 1931), mientras que el H1N1 euroasiático tiene un origen aviar (H1N1 “tipo aviar”) y se aisló por primera vez a finales de los años 70 en Italia. Ambos virus presentan unas características genéticas y antigénicas diferentes (Olsen et al., 2006).
En el caso del subtipo H3N2, la cepa que circula actualmente en la cabaña porcina es un triple recombinante, caracterizado por contener los genes que codifican para la HA y la NA de origen humano, mientras que los genes pertenecientes a proteínas víricas internas son de origen aviar en la cepa europea (Madec et al., 1984) y aviares y porcinos en el caso del subtipo norteamericano (Zhou et al., 1999).
Finalmente, el subtipo H1N2, aislado en Europa en el año 1994 (Brown et al., 1995), es un recombinante que contiene todos los genes del H3N2 porcino con la excepción del gen de la hemaglutinina, que proviene de un H1N1 de origen humano. No obstante, en algunos países se han detectado H1N2 con la hemaglutinina de origen aviar, como es el caso de Dinamarca y Francia (Hjulsager et al., 2006 y Kyriakis et al., 2009). La figura 2 representa esquemáticamente el origen y evolución de los principales subtipos de influenza porcina en función de su distribución geográfica.

Los virus de la influenza A son originarios de aves. Sin embargo, algunos tipos pueden afectar a mamíferos, especialmente a humanos, cerdos, équidos y marinos.
El tracto respiratorio de los cerdos presenta receptores para virus de la influenza
tanto típicamente aviares (a-2,6) como de mamíferos (a-2,3). Por este motivo, la especie porcina se ha considerado una matriz para la generación de nuevos virus de influenza a partir de la recombinación genética de virus de aves y de mamíferos. Un ejemplo reciente lo tenemos
con el virus A/H1N1 pandémico, que incorpora genes humanos, aviares y porcinos y, aunque esta cepa afecta a la especie humana, su origen podría estar muy relacionado con la especie porcina (Smith et al., 2009).


EPIDEMIOLOGÍA
La principal ruta de entrada del virus de la influenza porcina en una explotación es la introducción de animales infectados, aunque también se han descrito otras vías de entrada como los aerosoles, fómites e incluso el movimiento de personal con ropa o material contaminado (Alexander, 2007). Una vez dentro de la granja, el virus se transmitirá principalmente por contacto directo entre los animales de la explotación mientras existan individuos susceptibles (Olsen et al., 2006).
Los subtipos H1N1, H1N2 y H3N2 de influenza porcina son los más comunes. También se han aislado otros subtipos de virus influenza, aunque menos
frecuentemente, y no han llegado a establecerse de forma extensa en la población
porcina. Entre éstos cabe destacar los subtipos H1N7, H4N6, H3N3 y H3N1 (Brown et al., 1994; Karasin y Olsen, 2000; Karasin et al., 2004; Lekcharoensuk et al., 2006).
En España, los subtipos H1N1 y H3N2 se identificaron por primera vez a medianos de la década de los 80 (Plana Duran et al., 1984; Castro et al., 1988). Por lo que refiere al subtipo H1N2, fue aislado por primera vez en muestras obtenidas en el año 2003 (Maldonado et al., 2006). Estudios recientes han revelado una amplia diseminación de los subtipos de influenza porcina predominantes en el cerdo en la cabaña porcina española. (Maldonado et al., 2006; Fraile et al., 2010; Simon-Grifé et al., 2010a). Este último trabajo, realizado en 100 explotaciones porcinas obtenidas al azar entre las granjas de todo el territorio español, detectó anticuerpos
frente a H1N1, H1N2 o H3N2 en el 91%, 50% y 82% de las explotaciones respectivamente. En el 79% de las granjas y en el 20% de los animales analizados se detectaron anticuerpos frente a
dos o más subtipos.


PATOGENIA Y CLÍNICA
La infección por los virus de la influenza porcina está limitada al tracto respiratorio aunque también se ha descrito algún caso de localización extrarespiratoria (Kawayoka et al., 1987). El virus se replica en células de la mucosa nasal, tonsilas,
tráquea, pulmón y linfonodos traqueobronquiales (Brown et al., 1993; Heinen et al., 2000).
El periodo de incubación de la enfermedad es de 1-3 días (Olsen et al., 2006; Kahn y Line, 2006). Normalmente la excreción vírica puede empezar 24 horas después de la infección y en la mayoría de casos continúa hasta los 7-10 días posteriores (Olsen et al., 2006; OIE, 2008), y
aunque se han descrito excreciones víricas de duraciones superiores a los cuatro meses, estos casos son poco frecuentes (Blasckovic et al., 2000).
Los anticuerpos frente al virus de la influenza porcina son detectables en suero
a partir de los siete días posinfección (PI), aunque el momento óptimo de detección es a las 2-3 semanas PI, momento en el que se produce el pico en los títulos de anticuerpos (Larsen et al., 2000).
La sintomatología clínica que causan los virus influenza A en cerdo es muy similar a la que producen en los humanos. Entre los signos clínicos más frecuentes podemos
destacar fiebre, letargia, anorexia, pérdida de peso y tos (Van Reeth, 2007; OIE, 2008). También pueden aparecer otros signos como la conjuntivitis, las secreciones nasales y los abortos (Heinen, 2003; OIE, 2008). Tradicionalmente, se ha descrito que la entrada de un nuevo virus
influenza en una explotación produce el cuadro clínico típico de la enfermedad en un porcentaje elevado de los animales (Olsen, 2006). Sin embargo, estudios recientes han mostrado que la infección de un lote completo de animales no tiene por que ir acompañada de signos clínicos
(Simon-Grifé et al., 2010b).
En una explotación la morbilidad puede llegar al 100%, pero la tasa de mortalidad es muy baja (<1%). Generalmente, la recuperación es rápida y comienza entre los 5 y 7 días después de la aparición de los signos clínicos (Heinen, 2003; Olsen et al., 2006). Las infecciones bacterianas secundarias o las coinfecciones con otros virus pueden incrementar la gravedad de la enfermedad (Heinen, 2003; OIE, 2008). Las lesiones macroscópicas que se observan en los animales con influenza porcina se corresponden a una neumonía bronquiolo-intersticial y se limitan habitualmente a los lóbulos apicales o cardiacos, aunque en infecciones experimentales se han descrito lesiones que abarcaban mas del 50% del pulmón (Richt et al., 2003).

MÉTODOS DIAGNÓSTICOS
El diagnóstico de la influenza porcina se puede realizar mediante aislamiento vírico, detección del ácido nucleico y técnicas de detección de anticuerpos.


Aislamiento vírico
Existen diferentes formas de aislar los virus influenza. La metodología más utilizada
tradicionalmente es el aislamiento en huevos embrionados de pollo (OIE, 2008). No obstante, el trabajo con huevos de pollo es largo, tedioso y requiere de cierta práctica para realizar la inoculación. Además, es necesario el sacrificio del embrión. Por estas razones se han desarrollado
diferentes líneas celulares que pueden infectarse con los virus influenza, como la línea celular Madin-Darby Canine Kidney (MDCK), que es la más comúnmente utilizada. La presencia del
virus se hará evidente al observarse efecto citopático en las mismas.
El uso de huevos embrionados y de MDCK permiten el aislamiento, producción y titulación vírica, y pueden aportar cierta información respecto al comportamiento infectivo de la cepa. Ambos son procedimientos necesarios para estudiar posteriormente con mayor detalle el comportamiento y origen del virus.


Amplificación de material genético
En la actualidad existen técnicas de detección genérica de los virus del tipo A y también técnicas destinadas a la caracterización y determinación del subtipo de los influenzavirus A. Los métodos genéricos más empleados actualmente son las técnicas de reacción de la cadena de la polimerasa en transcripción reversa (RT-PCR) en tiempo real para la detección genérica de los
influenzavirus tipo A (Spackman et al., 2008; Slomka et al., 2010). Éstas técnicas se basan en la detección del gen de la matriz (M), una región altamente conservada de los virus influenza A (Spackman et al., 2008), de modo que permiten detectar y cuantificar prácticamente la totalidad de los virus de la influenza tipo A, pero no son de utilidad para caracterizar/subtipar las cepas.
De forma complementaria, otras RT-PCR (convencionales y en tiempo real) son capaces
de amplificar las hemaglutininas y neuraminidasas porcinas (H1, H3, N1 y N2). Mediante este tipo de técnicas es posible determinar directamente el subtipo en caso de que se trate de una cepa típicamente porcina (Young et al., 2002; Chiapponi et al., 2003; Richt et al., 2004; Lee, 2008; Mallinga et al., 2010). La elevada tasa de mutaciones que presentan los virus
influenza obliga a una renovación periódica de las técnicas de detección de ácido nucleico, adaptándolas a los nuevos virus originados.


Detección de anticuerpos
Estas técnicas son apropiadas para analizar las seroconversiones posteriores a las infecciones víricas ya sean clínicas o subclínicas, o también con posterioridad a una vacunación. La técnica de referencia para la detección de anticuerpos es la inhibición de la hemaglutinación (IHA) (OIE, 2008). Esta técnica es capaz, a priori, de discernir entre anticuerpos de diferentes subtipos víricos e incluso de diferentes títulos bajos obtenidos por IHA en muestras de campo ya que podría tratarse de falsos positivos.

Toma de muestras
Para realizar un diagnóstico adecuado es muy importante que la muestra sea la apropiada. A modo de resumen, a continuación se especifica para cada técnica el tipo de muestra, el momento de la toma de muestra, los animales que se deben muestrear y la finalidad con la que se hace.

Características de las muestras de elección para cada técnica diagnóstica
Técnica laboratorial Tipo de muestra Momento óptimo de toma de muestra Finalidad
RT-PCR convencional y en tiempo real Hisopo nasal
Pulmón 1 a 7 días a partir de la aparición de los signos clínicos
Detección y cuantificación vírica
Subtipado y secuenciación de la cepa circulante
Aislamiento en huevos embrionados o MDCK
Aislado, titulación y producción vírica para uso posterior
ELISA IHA Suero
A partir de las 2-3 semanas post-infección
Confirmación de circulación del virus influenza
Valorar la eficacia vacunal
Determinar el/los subtipo/s circulante/s (solo IHA)

Recientemente, estudios realizados por Kyriakis et al. (2010) han demostrado que infecciones o vacunaciones consecutivas frente a uno o más subtipos en un mismo animal hacen que éste genere, en bajo título, anticuerpos frente a subtipos de influenza a los que no haya sido expuesto
previamente. Estos datos sugieren un replanteamiento en la interpretación cepas pertenecientes a un mismo subtipo (Van Reeth et al., 2006; Kyriakis et al., 2010). La sensibilidad de esta técnica viene condicionada por las cepas utilizadas como antígeno. En este sentido, se recomienda utilizar para la IHA cepas homólogas a las aisladas en la región de donde se han obtenido los sueros que se pretenden analizar. La técnica de referencia para la detección de anticuerpos es la inhibición de la hemaglutinación (IHA) (OIE, 2008).

Actualmente, también se comercializan kits de ELISA capaces de detectar anticuerpos
frente a cualquier virus de Influenza A (Idvet, Idexx, Hipra). Se trata de pruebas rápidas y de sencilla aplicación basadas en la detección de anticuerpos específicos de la nucleocápside (NP) y la proteína M, que son proteínas altamente conservadas en todos los virus de la influenza A.
La técnica de IHA y los kits de ELISA son complementarios, ya que un resultado negativo
en la IHA, que a su vez sea positivo para ELISA, sugiere la circulación de una cepa o subtipo distinto a los utilizados como antígeno para la IHA. No obstante, la sensibilidad de los ELISA comercializados es inferior a la de la IHA cuando nos referimos a un subtipo en concreto.


PREVENCIÓN Y CONTROL
La prevención de la influenza porcina se fundamenta en dos pilares básicos, las medidas de bioseguridad y las estrategias vacunales.


Medidas de bioseguridad
Las medidas de bioseguridad resultan apropiadas para prevenir y controlar la entrada y diseminación de los virus de la influenza en una explotación.
La llegada de animales infectados se ha postulado como una vía frecuente de introducción de virus de la influenza en una explotación porcina (Alexander et al., 2007; Simon-Grifé et al., 2010a). Por este motivo, la aplicación de un periodo de cuarentena en los animales de nueva introducción es una medida eficaz para disminuir el riesgo de infección de la granja.
El acceso de las aves a la explotación o a otros materiales, como el pienso o el agua, debería evitarse puesto que las aves se han descrito como una fuente potencial
de introducción de los virus influenza (Pensaert et al., 1981).
Las personas que tienen contacto con los animales de la granja pueden actuar como fuentes de introducción de virus humanos, y al mismo tiempo pueden infectarse con virus porcinos. (Ramirez et al., 2006; Gray et al., 2007; OIE, 2008). En este sentido, el movimiento de personal entre granjas debería limitarse apoyándose en otras medidas, como el uso de ropa y botas exclusivas de la explotación y la obligatoriedad de ducharse previamente a la entrada, que deberían establecerse para reducir la entrada y transmisión entre granjas de la enfermedad.
Los vehículos o el material compartido entre granjas también pueden actuar como fómites (Alexander, 2007). En cualquier aso, su acceso a la granja debería ser restringido y siempre después de aplicar un correcta limpieza y desinfección.


Estrategias vacunales
Debido a las diferencias antigénicas entre los virus circulantes en Europa y Norteamérica, las cepas que componen las vacunas comerciales frente a influenza porcina también son diferentes entre continentes. Actualmente las vacunas que se comercializan son bivalentes y contienen el virus H1N1 clásico y el virus H3N2 triple recombinante. A diferencia de Europa, en Estados Unidos también se producen vacunas autógenas que contienen cepas locales específicas (Olsen et al., 2006).
En Europa, las primeras vacunas se comercializaron mediados de los años ochenta y estaban compuestas por virus inactivados de los subtipos H1N1 y H3N2. Estas vacunas han cambiado muy poco desde entonces pero, a pesar de ello, inducen cierto nivel de protección frente a cepas víricas más recientes (aparecidas en los años noventa) (Van Reeth et al., 2001) e incluso frente al virus H1N1 responsable de la pandemia del año 2009 (Vincent et al., 2010). En cambio, en infeccionesexperimentales se ha observado que estas vacunas no protegen de forma efectiva frente a los virus H1N2 (Van Reeth et al., 2003).
Recientemente, en Europa se ha aprobado la comercialización de una vacuna trivalente,
que contiene cepas actuales de los subtipos H1N1, H1N2 y H3N2.



BIBLIOGRAFÍA
Alexander, D.J. 2007. An overview of the epidemiology of avian influenza. Vaccine 25, 5637-5644.
Blaskovic, D., Jamrichova, O., Rathova, V., Kociskova, D., Kaplan, M.M. 1970. Experimental Infection of Weanling
Pigs with A/Swine Influenza Virus. Bull. World Health Org. 42, 767-770.
Brown, I.H., Done, S.H., Spencer, Y.I., Cooley, W.A., Harris,
P.A., Alexander, D.J. 1993. Pathogenicity of a swine influenza H1N1 virus antigenically distinguishable from classical and European strain. Vet. Rec. 132, 598-602.
Brown, I.H., Done, S.H., Spencer, Y.I., Cooley, W.A., Harris,
P.A., Alexander, D.J. 1993. Pathogenicity of a swine influenza H1N1 virus antigenically distinguishable from classical and European strain. Vet. Rec. 132, 598-602.
Brown, I.H., Alexander, D.J., Chakraverty, P., Harris, P.A. Manvell, R.J., 1994. Isolation of an influenza A virus of unusual subtype (H1N7) from pigs in England, and the subsequent experimental transmission from pig to pig. Vet. Microbiol. 39, 125-134.
Brown, I., Hill, H., Harris P.A., Alexander, D.J., 1995. Serological studies of influenza viruses in pigs in Great Britain 1991-2. Epidemiol. Infect. 114, 511-520
Castro, J.M., del Pozo, M., Simarro, I., 1988. Identification
of H3N2 Influenza virus isolated from pigs with respiratory problems in Spain. Vet. Rec. 122, 418–419.
Chiapponi C., Fallacara F., Foni E., 2003. Subtyping of H1N1, H1N2 and H3N2 swine influenza viruses by two multiplex RT-PCR in: 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, Italy, 2003
Fraile L., Alegre A., López-Jiménez R., Nofrarías M., Segalés J., 2009. Risk factors associated with pleuritis and cranio-ventral pulmonary consolidation in slaughter-aged pigs. Vet. J. 184, 326-33.
Gray, G.C., McCarthy, T., Capuano, A.W., Setterquist, S.F., Olsen, C.W. Swine Workers and Swine Influenza Virus Infections. Emerg. Infect. Dis. 13, 1871-1878.
Heinen, P.P., Nieuwstadt, A.P., Pol, J.M.A., Boer-Luijtze E.A, Oirschot, J.T., Bianchi, A.T.J. 2000. Systemic and Mucosal Isotype Specific Antibody Responses in Pigs to Experimental
Influenza Virus Infection. Viral Immunol 13, 237-247.
Heinen, P. 2003. Swine influenza: a zoonosis. Vet. Sci. Tomorrow.
http://www.vetscite.org/publish/articles/000041/ print.html, retrieved on 2009-05-04.
Hjulsager, C.K., Bragstad, K., Botner, A., and Larsen, L.E., 2006. Isolation and genetic characterization of new reassortant H1N2 swine influenza virus from pigs in Denmark. In: Leitao, A, and Martins, C. (eds), 7th International Congress of Veterinary Society, Lisboa, Portugal. P.133.
Kyriakis CS, Brown IH, Foni E, Kuntz-Simon G, Maldonado
J, Madec F, Essen SC, Chiapponi C, Van Reeth K., 2009. Virological Surveillance and Preliminary Antigenic Characterization of Influenza Viruses in Pigs in Five European
Countries from 2006 to 2008. Zoonoses Public Health [Epub ahead of print].
Kyriakis, C.S., Olsen, C.W., Carman, S., Brown, I.H., Brookes,
S.M., Doorsselaere, J.V., Reeth, K.V., 2010. Serologic
cross-reactivity with pandemic (H1N1) 2009 virus in pigs, Europe. Emerg. Infect. Dis. 16, 96-9.
Kahn, C.M., Line, S. 2006. The Merck veterinary manual. Swine influenza. Whitehouse Station, NJ: Merck and Co.
Karasin,A.I., Olsen,C.W. 2000. H4N6 influenza virus isolated from pigs in Ontario. Can. Vet. J. 41, 938-939.
Karasin, A.I., West, K., Carman, S., Olsen, C.W. 2004. Characterization of Avian H3N3 and H1N1 Influenza A Viruses Isolated from Pigs in Canada. J. Clin. Microbiol. 42, 4349-4354.
Kawaoka, Y., Bordwell, E., Webster, R. G.1987. Intestinal replication of influenza A viruses in two mammalian species.
Arch. Virol. 93, 303-308.
Larsen, D.L., Karasin, A., Zuckermann,F., Olsen, C.W. 2000. Systemic and mucosal immune responses to H1N1 infuenza virus. infection in pigs. Vet. Microbiol. 74, 117-131.
Lee, C.S., Kang, B.K., Lee, D.H., Lyou, S.H., Park, B.K., Ann, S.K., Jung, K., Song, D.S., 2008. One-step multiplex
RT-PCR for detection and subtyping of swine influenza
H1, H3, N1, N2 viruses in clinical samples using a dual priming oligonucleotide (DPO) system. Virol Methods,
151, 30-4.
Lekcharoensuk, P., Lager, K.M., Vemulapalli, R., Woodruff,
M., Vincent, A.L., Richt, J.A. 2006. Novel Swine Influenza Virus Subtype H3N1, United States. Emerg. Infect. Dis. 12, 787-794.
Madec, F., Gourreau, C., Kaiser, J., Aymard, M., 1984. Apparition de manifestations grippales chez les porcs en association avec un virus A/H3N2. Bull Acad. Vet. Fr. 57, 513-522.
Maldonado, J., Van Reeth, K., Riera, P., Sitjà, M., Saubi, N., Espuña, E., Artigas, C., 2006. Evidence of the concurrent
circulation of H1N2, H1N1 and H3N2 influenza A viruses in densely populated pig areas in Spain. Vet. J. 172, 377-381.
Malliga M.N., Simard, G., Longtin, D., Simard, C., Single-step multiplex conventional and real-time reverse transcription polymerase chain reaction assays for simultaneousdetection and subtype differentiation of Influenza A virus in swine J. Vet. Diagn. Invest. 22, 402-408.
Murphy F.A., Gibbs E.P.J., Horzinek M.C., Studdert M.H. 1999. Veterinary Virology. 3rd Edition, Academic Press (Elsevier).
OIE (World Organization for Animal Health). 2008. Manual
for diagnostic tests and vaccines for terrestrial animals.
OIE, Paris, France, pp. 1130-1131.
Olsen, C.W., Brown, I.H., Easterday, B.C., Van Reeth, K., 2006. Swine influenza, in: Straw B.E., Zimmerman J.J., d’Allaire S., Taylor D.J. (Eds.), Diseases of swine, Blackwell
Publishing, Oxford, UK, pp. 469-482.
Pensaert, M., Ottis, K., Vandeputte, J., Kaplan, M.M., Bachmann, P.A. 1981. Evidence for the natural transmissionof influenza A virus from wild ducks to swine and its potential importance for man. Bull. World Health Org. 59, 75-78.
Plana Duran, J., Vayreda, M., Vila, X., Marrull, L., 1984. Isolation for the first time in Spain of the swine Influenza virus. In: Proceedings of the 8th International Pig Veterinary
Society Congress, p. 62. Proceed. 8th IPVS Congress
Gent, Belgium, 1984.
Ramirez, A., Capuano, A.W., Wellman, D.A., Lesher, K.A., Setterquist, S.F., Gray, G.C. 2006. Preventing Zoonotic Influenza Virus Infection. Emerg. Infect. Dis. 12, 996-1000.
Richt, J.A., Lager, K.M., Janke, B.H., Woods, R.D., Webster,
R.G., Webby R.J. 2003. Pathogenic and Antigenic
Properties of Phylogenetically Distinct Reassortant H3N2 Swine Influenza Viruses Cocirculating in the United States J. Clin. Microbiol. 41, 3198-3205.
Richt, J.A., Lager, K.M., Clouser, D.F., Spackman, E., Suarez, D.L., Yoon, K.J. Real-time reverse transcription-polymerase chain reaction assays for the detection and differentiation of North American swine influenza viruses. J. Vet. Diagn. Invest. 16, 367-73.
Shope, R.E., 1931. The Etiology of swine influenza. Science 20, 214-5.
Simon-Grife, M., Martin-Valls, G.E., Maria J. Vilar, M.J., Garcia-Bocanegra,I., Mora, M., Martin, M., Mateu, E., Casal, J. 2010a. Seroprevalence and risk factors of swine influenza in Spain. Proceed. 21th IPVS Congress Vancouver (Canadà). 18-21 de julio de 2010.
Simon-Grife, M., Martín-Valls, G.E., Vilar, M.J. Mora, M., Martín, M., Busquets, N., Mateu, E., Casal, J. 2010b. Longitudinal study of swine influenza virus infection in a farrow-to-finish farm. Proceed. 21th IPVS Congress Vancouver (Canadà). 18-21 de julio de 2010.
Slomka, M.J., Densham, A.L., Coward, V.J., Essen, S., Brookes, S.M., Irvine, R.M., Spackman, E., Ridgeon, J., Gardner, R., Hanna, A., Suarez, D.L., Brown, I.H., 2010. Real time reverse transcription (RRT)-polymerase chain reaction (PCR) methods for detection of pandemic
(H1N1) 2009 influenza virus and European swine influenza A virus infections in pigs. Influenza Other Respi. Viruses. 4, 277-93.
Smith G.J.D., Vijaykrishna D., Bahl J., Lycett S.J., Worobey M., Pybus O.G., Ma S.K., Cheung C.L., Raghwani J., Bhatt S., J. S. Malik Peiris, Guan Y., Rambaut A. 2009. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature 459, 1122-1125.
Spackman, E., Suarez, D.L., 2008. Type A influenza virus detection and quantitation by real-time RT-PCR. Methods Mol. Biol. 436, 19-26.
Van Reeth, K., Labarque, G., Sophie De Clercq, S., Maurice
Pensaert, M. 2001. Efficacy of vaccination of pigs with different H1N1 swine influenza viruses using a recent challenge strain and different parameters of protection.
Vaccine 19, 4479-4486.
Van Reeth, K., S. Van Gucht, S., Pensaert, M. 2003. Investigations
of the efficac of European HINI- and H3N2-based swine influenza vaccines against the novel HI N2 subtype. Vet. Rec. 153, 9-13.
Van Reeth, K., Labarque, G., Pensaert, M., 2006. Serological
profiles after consecutive experimental infections of pigs with European H1N1, H3N2, and H1N2 swine influenza viruses. Viral Immunol. 19, 373-82.
Van Reeth, K., 2007. Avian and swine influenza viruses: our current understanding of the zoonotic risk. Vet. Res. 38, 243-260.
Vincent, A.M., Ciacci-Zanella, J.R., Lorusso, A., Gauger, P.C. Zanella, E.L., Kehrli, M.E., a, Janke, B.H., Lager, K.M. 2009. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines
against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine 28, 2782-2787.
Young K.C., Goyal S.M., Joo H.S., 2002. Evaluation of a multiplex reverse transcription-polymerase chain reaction assay for subtyping hemagglutinin genes 1 and 3 of swine influenza type A virus in clinical samples. J. Vet. Diagn. Invest. 14, 62-65.
Zou, N.N., Senne, D.A., Landgraf, J.S., Swenson, S.L., Erickson, G., Rossow, K., Liu, L., Yoon, K.,-J., Krauss, S., Webster, R.G., 1999. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73, 8851-8856.

No hay comentarios:

Publicar un comentario en la entrada